DE19612650C1

DE19612650C1 - Verfahren zur Fluoreszenzmarkierung von Molekülen

Info

Publication number: DE19612650C1
Application number: DE19612650A
Authority: DE
Inventors: Franz-Josef Dr Meyer-Almes; Irmgard Werner; Oliver Kreuzer; Bernd Schierholz; Guenter J Dr Bauer
Original assignee: Evotec Biosystems GmbH
Current assignee: Evotec OAI AG
Priority date: 1996-04-02
Filing date: 1996-04-02
Publication date: 1997-07-31
Anticipated expiration: 2016-04-03
Also published as: DE59707606D1; EP0907888A1; ATE219837T1; WO1997037221A1; US6140090A; EP0907888B1

Description

Die vorliegende Erfindung betrifft ein Verfahren zur Fluoreszenzmarkierung von Molekülen gemäß Anspruch 1 und eine Vorrichtung zur Durchführung des Verfahrens gemäß Anspruch 9.

Die Modifikation von Proteinen, Nucleinsäuren und anderen Biopolymeren durch Markieren mit einem Reportermolekül besitzt große Bedeutung für weite Anwendungsgebiete, wie zum Beispiel Immunologie, Zellbiologie oder auch für das Studium molekularer Wechselwirkungen, wie sie beispielsweise zwischen Liganden und Rezeptoren oder auch Proteinen und Nucleinsäuren stattfinden. Der Einsatz fluoreszenzmarkierter Moleküle ist nicht auf die Durchführung von Assays begrenzt. Hierbei gewinnt die Fluoreszenzmarkierung nicht nur in dem Maße an Bedeutung, wie radioaktive Assay-Methoden weniger zum Einsatz kommen. Die markierten Substanzen werden in fluoreszenz immunologischen Assays (z. B. ELISA) oder in vielfältigen Fluoreszenztechniken, wie z. B. der Fluoreszenzmikroskopie, Fluoreszenzpolarisations- und Fluoreszenzlebenszeitmessungen oder der Fluoreszenzkorrelationsspektroskopie eingesetzt.

Verfahren zur Fluoreszenzmarkierung von Biopolymeren sind bereits bekannt. So ist es möglich Reaktivfarbstoffe, wie z. B. das Sulfonylchloridderivat von Sulforhodamin 101 (Texas Red®) durch direkte Zugabe zu einer Proteinlösung kovalent an Aminogruppen des Proteins zu koppeln. Hierbei ist jedoch die rasche Hydrolyse des Reaktivfarbstoffes in wäßriger Lösung bei Raumtemperatur nachteilig, da die Farbstoff moleküle verfrüht inaktiviert werden, bevor diese in ge wünschter Weise mit den zu markierenden Molekülen reagieren. Derartige Kopplungsreaktionen werden somit bevorzugt bei 4°C durchgeführt (Molecular Probes MP 353 12/21/93). Die Kopplungszeiten betragen je nach Wahl des Reaktivfarbstoffes und der Proteinkonzentration zwischen ein und vier Stunden (Titus et al., Journal of Immunological Methods, 50, 193-204, 1992). Rinderknecht (Experentia 16, 430, 1960) be schreibt eine weitere Arbeitsweise zur Fluoreszenzmarkierung unter Verwendung von auf Celiteo® adsorbierter Fluoreszenz farbstoffe, welche der die zu markierenden Substanzen ent haltenden Lösung zugesetzt werden. Durch Bereitstellung der Fluoreszenzfarbstoffe auf einer derart vergrößerten Ober fläche lassen sich Kopplungszeiten von 30 Minuten erreichen. Nach der Reaktion wird das Celitematerial durch Zentri fugation abgetrennt.

Die oben genannten Verfahren besitzen insbesondere den Nachteil, daß die Durchführung der Verfahren eine im Umgang mit hydrolyseempfindlichen Substanzen erfahrene Person sowie eine zur Prophylaxe von Gesundheitsschäden gemäße Ausrüstung, wie zum Beispiel einen Abzug, erfordern. Als nachteilig hat sich zudem erwiesen, daß die Reproduzierbarkeit der Verfahren stark von subjektiven Umständen abhängig ist, wie Geschick lichkeit des die Reaktion ausführenden Personals.

Das der Erfindung zugrundeliegende technische Problem besteht in der industriellen Konfektionierung eines Verfahrens zur Fluoreszenzmarkierung von Molekülen, welches reproduzierbar von nicht geschultem Personal oder automatisch durchgeführt werden kann.

Das der Erfindung zugrundeliegende Problem wird gelöst durch ein Verfahren zur Fluoreszenzmarkierung von Molekülen gemäß Anspruch 1 und eine Vorrichtung zur Durchführung des er findungsgemäßen Verfahrens nach Anspruch 9.

Das erfindungsgemäße Verfahren ist dadurch gekennzeichnet, daß die zu markierenden Moleküle in eine Reaktionskammer, in der eine mit einer Reaktivkomponente versehene Matrix angeordnet ist, gelangen, und die nach erfolgter Kopplung fluoreszenzmarkierten Moleküle die Reaktionskammer durch eine poröse Einrichtung verlassen.

Der Austritt der fluoreszenzmarkierten Moleküle aus der Reaktionskammer kann beispielsweise durch (hydrostatischen) Druck, Unterdruck oder Zentrifugation erfolgen.

Als zur Verwendung im erfindungsgemäßen Verfahren geeignete Matrix hat sich insbesondere eine Matrix aus anorganischen Materialien, wie Kieselgur verschiedener Korngrößen, zum Beispiel Celite®, erwiesen.

Bevorzugt handelt es sich bei den zu markierenden Molekülen um Substanzen, welche eine reaktive Amino-, Thiol- und/oder Aldehydgruppe aufweisen. In besonders bevorzugter Weise sind derartige Substanzen Biopolymere, wie beispielsweise Proteine, insbesondere Antikörper oder Enzyme, Nucleinsäuren, Kohlenhydrate und Glykoproteine.

In bevorzugter Weise sind die Reaktivkomponenten aminore aktive Reagentien, wie fluoreszierende Isothiocyanatderivate, insbesondere Fluorescein-Isothiocyanat oder Tetramethyl rhodamin-Isothiocyanat, Sulfonylchloridderivate, z. B. von Sulforhodamin 101 oder fluoreszierende Derivate von reaktiven Estern, wie z. B. N-Hydroxy-succinimidylester (NHS). Er findungsgemäß können ebenfalls thiolreaktive Reagentien zur Anwendung gelangen, insbesondere fluoreszierende Derivate von Haloacetamiden oder Maleimidylderivate.

Die mittlere Porengröße der porösen Einrichtung sollte je nach Größe der zu markierenden Moleküle gewählt werden. Sie beträgt in bevorzugter Weise zwischen 50 µm und 100 µm, in besonders bevorzugter Weise zwischen 70 µm und 90 µm. Die Dicke der porösen Einrichtung ist an das zu markierende System anzupassen. Als vorteilhaft haben sich Dicken < 2 mm erwiesen. Die poröse Einrichtung besteht insbesondere aus einem biokompatiblen, inerten Frittenmaterial, bevorzugt aus Polyethylen. In vorteilhafter Weise findet im Vergleich zum Stand der Technik durch den Austritt der fluoreszenzmarkier ten Moleküle aus der Reaktionskammer durch die poröse Ein richtung hindurch bereits eine Vorreinigung statt.

Die Temperatur zur Durchführung des erfindungsgemäßen Ver fahrens ist an das zu markierende System anzupassen. Ge eignete Temperaturbereiche für die jeweilige Markierungs reaktion lassen sich durch Vorversuche ermitteln. So haben Parallelversuche - wie z. B. die Herstellung des Konjugates "Texas Red® - Alkalische Phosphatase" bei verschiedenen Temperaturen - ergeben, daß das Temperaturoptimum dieser Markierungsreaktion bei 24°C liegt. Bei empfindlicheren Substanzen kann es jedoch angebracht sein, das erfindungs gemäße Verfahren bei niedrigeren Temperaturen, insbesondere bei 4°C, durchzuführen.

Das erfindungsgemäße Verfahren eignet sich dazu, in einfacher Weise einen vorherbestimmten Markierungsgrad zu erzielen. Unter Markierungsgrad wird die Anzahl der kovalent ge koppelten Farbstoffmoleküle pro markierten (Biopoly mer-)Molekül verstanden.

Dies wird im folgenden Beispiel erläutert zur Herstellung von Konjugaten durch Reaktion von Resorufin-NHS mit Thyro globulin. Es wurden in Parallelversuchen jeweils in einzelnen Reaktionskammern eine bestimmte Menge eines an eine Celite®-Ma trix gekoppelten Resorufin-NHS vorgelegt und mit zunehmen den Mengen Thyroglobulin versetzt. So lassen sich erfindungs gemäß Markierungsgrade, in dem Fall gemäß Beispiel 1 zwischen 5 und 22, erzielen. Ebenso ließen sich unterschiedliche Markierungsgrade der alkalischen Phosphatase in Kopplungs reaktionen unter Verwendung von Texas Red®, Fluorescein-Iso thiocyanat (FITC), Tetramethylrhodamin-Isothiocyanat (TRITC), Succinimidylestern, wie BODIPY 581/591 (Molecular Probes), Iodacetamiden, wie z. B. Tetramethylrhodamin-Iod acetamid (TMR-IA), und Tetramethylrhodamin-Maleimid erzielen. Durch geeignete Wahl des Verhältnisses aus Reaktivkomponente und zu markierender Substanz ließen sich z. B. in der Kopplungsreaktion "Texas Red®-Lactalbumin" Markierungsgrade < 5 in gewünschter Weise beliebig einstellen. Auch ließen sich weitere Proteine wie Apoferritin und Lysozym in ein facher Weise reproduzierbar, z. B. unter Verwendung von Texas Red®, markieren.

Ein weiterer Vorteil des erfindungsgemäßen Verfahrens liegt in seiner schnellen Durchführbarkeit. Die bislang im Stand der Technik notwendigen Kopplungszeiten lassen sich unter Verwendung des erfindungsgemäßen Verfahrens deutlich auf wenige Sekunden verringern.

Messungen der Enzymaktivität z. B. von alkalischer Phospha tase zeigten, daß die unter Verwendung von Texas Red® im erfindungsgemäßen Verfahren hergestellten Konjugate lediglich eine um wenige Prozent erniedrigte Aktivität im Vergleich zum nativen Enzym aufweisen.

Das erfindungsgemäße Verfahren ist mittels einer Vorrichtung gemäß Anspruch 9 durchführbar, welche einen im wesentlichen zylindrischen Hohlraum aufweist, in dessen Lumen mindestens eine poröse Einrichtung sowie eine mit einer Reaktivkom ponente beladene Matrix angeordnet ist. In bevorzugter Weise befinden sich jedoch im Lumen zwei poröse Einrichtungen, zwischen denen die mit der Reaktivkomponente beladene Matrix angeordnet ist. Die Vorrichtung kann erfindungsgemäß insbe sondere als eine aus einem inerten Material gefertigte Spritze mit unterschiedlicher Kapazität vorliegen. Vorzugs weise wird als biokompatibles, inertes Spritzenmaterial Polypropylen verwendet.

Die erfindungsgemäße Vorrichtung zeichnet sich durch ihre Lagerstabilität aus. Nach Beispiel 4 in geeigneter Weise bis zu 76 Tage lang gelagerte Spritzen zeigten keine signifikante Verschlechterung der Markierungsreaktion im Vergleich zu direkt nach dem Befüllen mit Texas Red®-Celite® zur Markierung von alkalischer Phosphatase verwendeten Spritzen.

Beispiel 1 Herstellung einer Vorrichtung zur Durchführung des er findungsgemäßen Verfahrens

Der Kolben einer aus Polypropylen gefertigten Spritze wurde aus dieser entnommen und der Auslauf der Spritze mit einer aus Polyethylen bestehenden porösen Einrichtung versehen, deren Durchmesser an den Innendurchmesser des Spritzenhohl raumes angepaßt war. Die Dicke der porösen Einrichtung betrug 2 mm, die mittlere Porengröße 80 µm. Zusammen mit einer weiteren entsprechenden porösen Einrichtung wurden der Kolben und die zugehörige Spritze bis ca. eine halbe Stunde vor Gebrauch bei 50°C getrocknet. 20 mg Celite® wurden in ein Rotationsverdampferspitzkölbchen eingewogen. Das mit Celite® versehene Spitzkölbchen wurde zusammen mit der porösen Einrichtung, dem Kolben und der vorbereiteten Spritze in einen Exsikkator gestellt, welcher anschließend evakuiert wurde. Danach wurde der Exsikkator mit Argon geflutet und bei halb geöffnetem Deckel mit einem Schlauch, der bis auf den Boden des Exsikkators rechte, ständig mit Argon nach befüllt. Eine gewünschte Menge z. B. 0,1 mg Texas Red® wurde im Exsikkator sukzessiv in Chloroform gelöst und anschließend vollständig auf das Celite® überführt. Der Exsikkator wurde verschlossen und für ca. eine halbe Stunde Vakuum angelegt. Vor der Weiterverarbeitung wurde die mit Texas Red® versehen Celite®-Matrix für weitere zwei Stunden im Exsikkator be lassen. Das Befüllen der Spritze erfolgte im Exsikkator. Hierzu wurde dieser wiederum mit Argon geflutet und bei halb geöffnetem Deckel mit einem bis zum Exsikkatorboden reichen den Schlauch ständig mit Argon nachbefüllt. Die mit der Reaktivkomponente Texas Red® versehene Celite®-Matrix wurde in die Spritze eingefüllt. Eine zweite poröse Einrichtung wurde anschließend in die Spritze eingesetzt. Bei Einsatz des Spritzenkolbens wurde darauf geachtet, daß die sich somit zwischen zwei porösen Einrichtungen befindende, mit Texas Red® versehene Celite®-Matrix nur in geringem Maße verdichtet wurde. Es ist jedoch ebenso möglich, auf die zweite poröse Einrichtung, die den Raum des Farbstoff-Celite®-Komplexes in der Spritze begrenzt, zu verzichten. Nach Einsetzen des Spritzenkolbens kann mit dem Kolbenhub der Reaktionsraum innerhalb der Spritze variabel gehalten werden.

Beispiel 2 Markierung von Thyroglobulin mit verschiedenen Markierungs graden

Es wurden in Parallelversuchen jeweils in einzelnen Re aktionskammern 210 nmol an eine Celite®-Matrix gekoppeltes Resorufin-NHS vorgelegt und mit je 100 µl Kopplungspuffer (0,1 M Na-Boratpuffer, pH 9,0) enthaltend a) 7,1 mg Thyro globulin (entspricht 20fachem molaren Farbstoffüberschuß), b) 3,6 mg Thyroglobulin (entspricht 40fachem molaren Farb stoffüberschuß), c) 1,42 mg Thyroglobulin (entspricht 100fachem molaren Farbstoffüberschuß, d) 0,71 mg Thyroglobulin (entspricht 200fachem molaren Farbstoffüberschuß) und e) 0,36 mg Thyroglobulin (entspricht 400fachem molaren Farbstoff überschuß) versetzt. Die Reaktionskammern wurden viermal mit jeweils 100 µl Kopplungspuffer nachgespült und das Eluat jeweils zum ersten Eluat gegeben. Das gesamt Eluat wurde in an sich bekannter Weise chromatographisch gereinigt. Die Konzentrationen des Biomoleküls und des Farbstoffes der Konjugatlösung wurden in bekannter Weise spektroskopisch über die molaren Extinktionskoeffizienten bestimmt.

Es wurden die folgenden Markierungsgrade erzielt:

molarer Farbstoffüberschuß während der Reaktion
Markierungsgrad
20
6,2
40	8,8
100	20
200	22
400	22

Beispiel 3 Markierung von alkalischer Phosphatase

50 µl der Enzymlösung (10 mg alkalische Phosphatase/ml Kopplungspuffer) wurden in einem 1,5 ml fassenden Eppendorf®-Gefäß vorgelegt und mit 50 µl Kopplungspuffer (0,1 M Na-Boratpuffer, pH 9,0) gemischt, welcher auf 24°C vortemperiert war. Eine Injektionskanüle wurde auf die Vorrichtung, hier eine Spritze, aufgesetzt und damit die Enzymlösung in die Vorrichtung aufgezogen, kurz durch Kolbenbewegung gemischt und das Eluat in ein auf Eis befindliches Eppendorf®-Gefäß gegeben. Die Vorrichtung wurde anschließend viermal mit 100 µl Kopplungspuffer gespült und das Eluat jeweils in das Eppendorf®-Gefäß zugegeben. Das gesamte Eluat wurde in bekannter Weise chromatographisch gereinigt.

Beispiel 4 Lagerstabilität

Mit Texas Red®-Celite® befüllte Spritzen wurden in Flach säcken Barr-O-Nit® mittels eines Impulsschweißgerätes einzeln verpackt und bei -20°C gelagert. Nach 7, 13, 21, 27, 41 und 76 Tagen Lagerung wurden Spritzen zur Markierung von alkalischer Phosphatase verwendet. Die Markierungsgrade wurden bestimmt und mit dem erzielten Markierungsgrad einer direkt nach dem Befüllen mit Texas Red®-Celite® zur Markierung von alkalischer Phosphatase verwendeten Spritze verglichen.

Lagerdauer (Tage)
Markierungsgrad
0
2,3
7	2,2
13	1,9
21	2,2
27	2,1
41	2,2
76	2,1

Claims

1. Verfahren zur Fluoreszenzmarkierung von Molekülen durch Reaktion von zu markierenden Molekülen mit Fluoreszenz markern an einer festen Phase (Matrix), dadurch gekenn zeichnet, daß die Moleküle in eine Reaktionskammer, in der eine mit einer Reaktivkomponente versehene Matrix sowie mindestens eine poröse Einrichtung angeordnet sind, gelangen, und die nach erfolgter Kopplung fluoreszenzmarkierten Moleküle die Reaktionskammer durch eine poröse Einrichtung verlassen.

2. Verfahren gemäß Anspruch 1, wobei der Austritt der fluoreszenzmarkierten Moleküle aus der Reaktionskammer durch (Unter-)Druck oder Zentrifugation erfolgt.

3. Verfahren gemäß Anspruch 1 und/oder 2, wobei der Ein tritt der zu markierenden Moleküle durch eine poröse Einrichtung erfolgt.

4. Verfahren gemäß mindestens einem der Ansprüche 1 bis 3, wobei als Matrix anorganische Materialien, wie Kieselgur verschiedener Korngrößen verwendet werden.

5. Verfahren gemäß mindestens einem der Ansprüche 1 bis 4, wobei die zu markierenden Moleküle mindestens eine nucleophile oder elektrophile Gruppe, wie Amino-, Thiol- und/oder Aldehydgruppe, aufweisen.

6. Verfahren gemäß mindestens einem der Ansprüche 1 bis 5, wobei die zu markierenden Moleküle Biopolymere, wie Proteine, insbesondere Antikörper oder Enzyme, Nuclein säuren, Kohlenhydrate und Glykoproteine sind.

7. Verfahren gemäß mindestens einem der Ansprüche 1 bis 6, wobei die Reaktivkomponenten ein fluoreszierendes Derivat von Isothiocyanaten, Sulfonylchloriden, N-Hydroxysuccinimidylestern, Haloacetamiden oder Maleimiden ist.

8. Verfahren gemäß mindestens einem der Ansprüche 1 bis 7, wobei die Porengröße der porösen Einrichtung zwischen 50 µm und 100 µm, bevorzugt zwischen 70 µm und 90 µm, beträgt.

9. Vorrichtung zur Durchführung des Verfahrens nach mindestens einem der Ansprüche 1 bis 8 mit einem Hohl raum, in dessen Lumen mindestens eine poröse Ein richtung sowie eine mit einer Reaktivkomponente be ladene Matrix angeordnet ist.