DE19919607A1 - Verfahren und Vorrichtung zur parallelen Herstellung von wenigstens 4n Oligonukleotiden - Google Patents

Abstract

Bei einem Verfahren und einer Vorrichtung zur parallelen Herstellung von wenigstens 4n Oligonukleotiden werden zunächst wenigstens vier Einschübe mit je n Reaktionsgefäßen auf einem Teller (16) angeordnet, wobei jedes Reaktionsgefäß eine an einen inerten Träger gebundene Nukleotid-Startbase enthält. Sodann werden an vier Stationen (28, 30, 32, 34) bestimmte Operationen parallel zueinander durchgeführt, und zwar eine Deblock-Operation gleichzeitig in allen n Reaktionsgefäßen des sich an der ersten Station (28) befindenden Einschubes, eine erste Wasch-Operation gleichzeitig in allen n Reaktionsgefäßen des sich an der zweiten Station (30) befindenden Einschubes, eine Coupling-Operation in allen n Reaktionsgefäßen des sich an der dritten Station (32) befindenden Einschubes, und, gleichzeitig in allen n Reaktionsgefäßen des sich an der vierten Station (34) befindenden Einschubes, eine zweite Wasch-Operation gefolgt von einer Capping-Operation gefolgt von einer dritten Wasch-Operation gefolgt von einer Oxidations-Operation gefolgt von einer vierten Wasch-Operation. Der Teller (16) mit den Einschüben wird stationsweise unter Ausführen der zuvor genannten Operationen solange rotiert, bis die gewünschten Oligonukleotide durch Aneinanderkoppeln einzelner Nukleotide entstanden sind.

Description

Die vorliegende Erfindung betrifft ein Verfahren und eine Vorrichtung zur parallelen Herstellung von wenigstens 4n Oligo­ nukleotiden.

Aus der DE 42 06 488 A1 sind ein Verfahren und eine Vorrichtung zur Herstellung von Oligonukleotiden bekannt. Die bekannte Vorrichtung weist vier übereinanderliegende Stäbe auf, deren Kontaktflächen durch Schleifen und Polieren so bearbeitet sind, daß die Stäbe spaltfrei relativ zueinander verschoben werden können. Einer der Stäbe enthält Reaktionsräume, die über Zu- und Abgangsleitungen in den übrigen Stäben befüllt und entleert werden können. Die einzelnen Reaktionsräume werden nacheinander mit Reagenzien befüllt. Damit die erwähnten Kontaktflächen der verschiebbaren Stäbe gegeneinander gut abdichten, ist eine sehr präzise Bearbeitung dieser Kontaktflächen notwendig und die Stäbe müssen aus verschleißbeständigem Material bestehen, beispielsweise aus rostfreiem Stahl oder aus bestimmten Glas­ werkstoffen.

Der Bedarf an Oligonukleotiden steigt ständig und es besteht daher der Wunsch, eine möglichst große Anzahl von Oligonukleo­ tiden kostengünstig, in kurzer Zeit und mit hoher Qualität herzustellen. Dabei kann es sich um gleichartige oder um ver­ schiedene Oligonukleotide handeln.

Der Erfindung liegt daher die Aufgabe zugrunde, ein verbesser­ tes Verfahren und eine verbesserte Vorrichtung zur Herstellung von Oligonukleotiden bereitzustellen, die dem zuvor genannten Wunsch Rechnung trägt.

Diese Aufgabe ist erfindungsgemäß durch das im Patentanspruch 1 angegebene Verfahren zur parallelen Herstellung von wenigstens 4n Oligonukleotiden gelöst. Bei dem erfindungsgemäßen Verfahren werden wenigsten vier Einschübe mit je n Reaktionsgefäßen (n ≧ 1) auf bzw. in einem Teller derart angeordnet, daß ein erster Einschub sich an einer ersten Station, ein zweiter Einschub sich an einer zweiten Station, ein dritter Einschub sich an einer dritten Station, und ein vierter Einschub sich an einer vierten Station befinden. Jedes Reaktionsgefäß enthält eine zur Synthese von Oligonukleotiden erforderliche Startbase, die beispielsweise an einen inerten Träger gebunden ist. Anstelle einer Startbase kann auch ein Fachleuten bekannter, sogenannter Universalträger verwendet werden. Als Trägermateri­ al kann z. B. poröses Glas, sogenanntes controlled pore glass (CPG) verwendet werden. An den genannten vier Stationen werden dann parallel eine Reihe von Operationen zur Oligonukleotidsyn­ these durchgeführt.

So wird gleichzeitig in allen n Reaktionsgefäßen des sich an der ersten Station befindenden Einschubs eine sogenannte Deblock-Operation durchgeführt, mit der an den Startbasen vorhandene Schutzgruppen abgespalten werden, um später einzelne Nukleotid-Bausteine an die Startbase ankoppeln zu können. Diese Schutzgruppen werden auch als DMT-Gruppen bezeichnet. Gleich­ zeitig mit der an der ersten Station stattfindenden Deblock- Operation findet an der zweiten Station, wiederum gleichzeitig in allen n Reaktionsgefäßen, die sich an der zweiten Station befinden, eine erste Wasch-Operation statt; mit der die zuvor abgespaltenen Schutzgruppen aus den Reaktionsgefäßen ausgewa­ schen werden. Ebenfalls gleichzeitig mit den beiden zuvor genannten Operationen findet in allen sich an der dritten Station befindenden n Reaktionsgefäßen eine sogenannte Cou­ pling-Operation statt, mittels derer die gewünschten einzelnen Nukleotide an die sich in den Reaktionsgefäßen befindenden Startbasen oder Nukleotidketten angekoppelt werden. Wiederum zeitgleich mit den vorgenannten drei Operationen findet gleich­ zeitig in allen n Reaktionsgefäßen des sich an der vierten Station befindenden Einschubes eine Abfolge von Operationen statt, nämlich zunächst eine zweite Wasch-Operation, an die sich eine sogenannte Capping-Operation anschließt, mittels derer in den Reaktionsgefäßen diejenigen Oligonukleotide bloc­ kiert werden, die in der vorangegangenen Coupling-Operation nicht die gewünschte Kettenverlängerung erfahren haben, gefolgt von einer dritten Wasch-Operation, an die sich eine Oxidations- Operation zum Stabilisieren des Phosphat-Grundgerüstes der Oligonukleotide anschließt, und schließlich eine vierte Wasch- Operation.

Erfindungsgemäß wird entweder der Drehteller stationsweise durch die genannten vier Stationen rotiert, so daß jeder Ein­ schub die einzelnen Stationen nacheinander durchläuft, oder die Stationen werden relativ zu den Einschüben jeweils eine Station weiterbewegt. Diese stationsweise Relativbewegung zwischen den Einschüben und den Stationen erfolgt solange, bis die gewünsch­ ten Oligonukleotide durch Aneinanderkoppeln der einzelnen Nukleotide entstanden sind.

Der erfindungsgemäß mittels des Durchlaufens der vier Stationen realisierte Synthesezyklus an sich ist bekannt und braucht daher nicht im einzelnen erläutert zu werden. Allerdings wird mittels des erfindungsgemäßen Verfahrens dieser Synthesezyklus extrem zeitsparend abgearbeitet, indem zum einen alle sich an einer Station befindenden n Reaktionsgefäße zugleich der an dieser Station stattfindenden Operation bzw. den dort stattfin­ denden Operationen unterzogen werden, und indem zum zweiten parallel an allen vier Stationen Operationen stattfinden. Des weiteren nutzt das erfindungsgemäße Verfahren auf intelligente Weise den Umstand, daß die an der ersten Station ausgeführte Deblock-Operation und die an der dritten Station ausgeführte Coupling-Operation die am längsten dauernden Operationen sind (und damit die notwendige Verweilzeit pro Station vorgeben), indem die deutlich schnelleren Capping- und Oxidations- Operationen nacheinander an nur einer Station (der vierten Station) durchgeführt werden.

Beide Maßnahmen führen dazu, daß das erfindungsgemäße Verfahren gegenüber bekannten Verfahren zur Oligonukleotidsynthese erheb­ lich schneller ist. Die Produktivität ist auf diese Weise erhöht und die Herstellkosten für Oligonukleotide können ge­ senkt werden. Darüber hinaus können größere Mengen an Oligonu­ kleotiden in kürzerer Zeit zur Verfügung gestellt werden. Sind beispielsweise pro Einschub 24 Reaktionsgefäße vorhanden und wird als Taktzeit pro Station eine Zeitdauer von 60 Sekunden veranschlagt, dann lassen sich innerhalb von ca. 90 Minuten 96 Oligonukleotide mit je 20 Nukleotidbausteinen erzeugen. Geht man ferner davon aus, daß etwa alle 100 Minuten ein neuer Durchlauf gestartet werden kann, erreicht man mit dem erfin­ dungsgemäßen Verfahren eine Produktion von 1.350 Oligonukleoti­ den pro Tag. Dies entspricht nahezu der 40fachen Menge, die mit dem Gerät gemäß der eingangs genannten DE 42 06 488 A1 hergestellt werden kann.

Gemäß einer bevorzugten Ausgestaltung des erfindungsgemäßen Verfahrens findet an der zweiten Station zusammen mit der dort durchgeführten ersten Wasch-Operation eine Monitoring-Operation statt, die Aufschluß über die Qualität der an der ersten Stati­ on durchgeführten Deblock-Operation gibt. Vorzugsweise erfolgt diese Monitoring-Operation mittels einer Online-Messung der Leitfähigkeit einer für die erste Wasch-Operation verwendeten Waschflüssigkeit. Alternativ kann die Monitoring-Operation mittels einer Online-Messung der Farbintensität der für die erste Wasch-Operation verwendeten Waschflüssigkeit erfolgen, wobei insbesondere eine Messung mittels UV-Licht verwendet wird. Die Wellenlänge des verwendeten UV-Lichtes hat vorzugs­ weise eine Wellenlänge von 455-465 nm.

Gemäß einer besonders bevorzugten Ausgestaltung des erfindungs­ gemäßen Verfahrens wird dann, wenn an der zweiten Station zusätzlich zur ersten Wasch-Operation auch die Monitoring- Operation stattfindet, die erste Wasch-Operation solange durch­ geführt, bis die Monitoring-Operation ergibt, daß die in der vorangegangenen Deblock-Operation entfernten Schutzgruppen vollständig ausgespült sind. Der Begriff "vollständig" ist dabei nicht in einem absoluten Sinne zu verstehen, sondern bezieht sich auf die Nachweisgrenze des im Rahmen der Monito­ ring-Operation verwendeten Meßverfahrens. Durch eine solche Verfahrensweise wird der Verbrauch an Waschflüssigkeit redu­ ziert, weil aufgrund der kontinuierlichen Überwachung und Auswertung der die Reaktionsgefäße verlassenden Waschflüssig­ keit die erste Wasch-Operation sofort beendet wird, wenn das gewünschte Ergebnis erreicht ist. Des weiteren wird mit einer solchen Verfahrensweise eine Qualitätssteigerung erzielt, da die erste Wasch-Operation nicht nach einer vorgegebenen Zeit­ dauer beendet wird, sondern ihre Beendigung vom Erreichen eines bestimmten Ergebnisses abhängt.

Vorteilhaft wird in dem erfindungsgemäßen Verfahren bei der an der dritten Station durchgeführten Coupling-Operation eine ausgewählte Nukleotid-Base gleichzeitig mit einem Aktivator (Katalysator) den Reaktionsgefäßen zugegeben. Diese gleich­ zeitige Zugabe von Nukleotid-Baustein und Aktivator spart wertvolle Zeit bei einer Operation, die wie oben ausgeführt taktzeitbestimmend ist. Als Aktivator wird vorzugsweise Tetra­ zol verwendet.

Des weiteren wird bei der an der dritten Station durchgeführten Coupling-Operation falls gewünscht auch eine Markierungsgruppe (label) den Reaktionsgefäßen zugegeben, die eine spätere Iden­ tifikation des erzeugten Oligonukleotids oder eines daraus erzeugten Produktes erleichtert. Die Markierungsgruppe ist insbesondere ein Basenanalogon, ein Farbstoff oder ein Hapten.

Das erfindungsgemäße Verfahren ist vorzugsweise als Durchfluß­ verfahren ausgestaltet, d. h. die Reaktionsgefäße sind als Durchflußgefäße ausgebildet, beispielsweise indem jedes Reakti­ onsgefäß oben und unten durch einen Frittenboden verschlossen ist. Die den Reaktionsgefäßen zuzuführenden Flüssigkeiten (Reagenzien, Waschflüssigkeit etc.) werden bei einem solcherma­ ßen ausgestalteten Verfahren vorzugsweise durch Anlegen eines Druckgefälles zwischen jedem Reaktionsgefäßeinlaß und jedem Reaktionsgefäßauslaß in die einzelnen Reaktionsgefäße hinein und aus ihnen heraus befördert. Das Druckgefälle kann entweder durch einen Überdruck in den Vorratsbehältern für die Reagenzi­ en, Waschflüssigkeiten etc. oder durch Anlegen eines Unter­ drucks an die Reaktionsgefäßauslässe erzeugt werden. Dabei muß der Einlaß jedes Reaktionsgefäßes nicht unbedingt oben angeord­ net sein, sondern kann sich durchaus auch unten befinden, während der Rektionsgefäßauslaß oben angeordnet ist. Eine solche Anordnung hat den Vorteil, daß die jedem Reaktionsgefäß von unten zugegebenen Flüssigkeiten und Reagenzien das in den Reaktionsgefäßen enthaltene Trägermaterial, beispielsweise die Glaskügelchen, hochwirbeln und auf diese Weise eine bessere Durchmischung der zugegebenen Flüssigkeit im Reaktionsgefäß ermöglichen.

Die eingangs genannte Aufgabe ist erfindungsgemäß auch durch eine Vorrichtung zur parallelen Herstellung von wenigstens 4n Oligonukleotiden gelöst, die eine erste Station zur Durchfüh­ rung einer Deblock-Operation, eine zweite Station zur Durchfüh­ rung einer ersten Wasch-Operation, eine dritte Station zur Durchführung einer Coupling-Operation, und eine vierte Station aufweist, an der nacheinander eine zweite Wasch-Operation, eine Capping-Operation, eine dritte Wasch-Operation, eine Oxidati­ ons-Operation und eine vierte Wasch-Operation durchgeführt werden. Die genannten vier Stationen sind in Umfangsrichtung aufeinanderfolgend angeordnet und haben voneinander in Umfangs­ richtung vorzugsweise einen gleichen Abstand.

Die erfindungsgemäße Vorrichtung umfaßt des weiteren einen Teller, in dem wenigstens vier Einschübe mit je n Reaktionsge­ fäßen derart angeordnet werden können, daß ein erster Einschub sich an der ersten Station, ein zweiter Einschub sich an der zweiten Station, ein dritter Einschub sich an der dritten Station, und ein vierter Einschub sich an der vierten Station befindet. Vorzugsweise ist der die Einschübe aufnehmende Teller als Drehteller ausgebildet, der stationsweise durch die genann­ ten vier Stationen rotiert werden kann. Ebenso ist es jedoch möglich, die Stationen relativ zu dem die Einschübe enthalten­ den Teller zu bewegen.

Jedes Reaktionsgefäß ist als Durchflußgefäß mit einem Reakti­ onsgefäßeinlaß und einem gegenüber angeordneten Reaktionsge­ fäßauslaß ausgeführt. In jeder der vier Stationen ist den Reaktionsgefäßeinlässen eine Flüssigkeits-Zuführeinrichtung zugeordnet. Die der dritten Station zugeordnete Zuführeinrich­ tung weist vorzugsweise n Zuführventile auf, damit jedem Reak­ tionsgefäß selektiv ein bestimmter Nukleotidbaustein zugegeben werden kann. In den übrigen Stationen ist es nicht erforder­ lich, die Zuführeinrichtung mit n Zuführventilen zu versehen, denn die dort ablaufenden Operationen werden hinsichtlich aller Reaktionsgefäße mit den gleichen Reagenzien oder Flüssigkeiten durchgeführt. Unter bestimmten Umständen ist es allerdings auch für die Zuführeinrichtungen der restlichen Stationen wünschens­ wert, diese mit jeweils n Zuführventilen zu versehen, bei­ spielsweise dann, wenn unterschiedlich lange Oligonukleotide erzeugt werden sollen. Es ist dann nämlich möglich, die kürzer­ kettigen, bereits fertigen Oligonukleotide von weiteren, unnötigen Deblock-Operationen auszunehmen, indem die den ent­ sprechenden Reaktionsgefäßen zugeordneten Zuführventile der ersten Station einfach nicht mehr geöffnet werden. Eine wieder­ holt ausgeführte, unnötige Deblock-Operation kann nämlich bei bereits fertigen Oligonukleotiden zu einer Qualitätsverschlech­ terung führen, weil einzelne Basen der Oligonukleotide heraus­ getrennt werden, wodurch das betreffende Oligonukleotid verändert bzw. zerstört wird. Des weiteren läßt sich dann, wenn die Zuführeinrichtung jeder Station mit n Zuführventilen verse­ hen ist, der Verbrauch an Reagenzien und anderen Flüssigkeiten minimieren, weil diese nur noch den Reaktionsgefäßen zugeleitet werden, in denen sie tatsächlich benötigt werden.

Jedem Reaktionsgefäßauslaß ist in jeder Station ein Ablaßkanal zugeordnet, in den die aus den Reaktionsgefäßen austretenden Flüssigkeiten fließen. Die erfindungsgemäße Vorrichtung ist so ausgestaltet, daß sich dann, wenn sich die Einschübe in einer Station befinden, jeder Reaktionsgefäßeinlaß in dichtendem Eingriff mit der zugehörigen Zuführeinrichtung und jeder Reak­ tionsgefäßauslaß in dichtendem Eingriff mit dem zugehörigen Ablaßkanal befindet. Gemäß einer Ausführungsform der erfin­ dungsgemäßen Vorrichtung sind die Reaktionsgefäßeinlässe oben und die Reaktionsgefäßauslässe unten angeordnet. Die Anordnung kann jedoch auch umgekehrt sein, so daß den Reaktionsgefäßen die Reagenzien und die sonstigen Flüssigkeiten von unten zuge­ geben werden. Dies kann bezüglich der Durchmischung in den Reaktionsgefäßen von Vorteil sein.

Wenn eine Relativbewegung um eine Station durchgeführt wird, besteht zumindest zwischen den Reaktionsgefäßeinlässen und der Zuführeinrichtung bzw. den Zuführventilen ein kleiner axialer Abstand. Auf diese Weise ist der Verschleiß der Dichtflächen deutlich herabgesetzt und es besteht dennoch kaum eine Möglich­ keit des Zutritts unerwünschter Stoffe zu den Reaktionsgefäßen.

Gemäß einer Ausgestaltung der erfindungsgemäßen Vorrichtung befindet sich letztere in einem abgeschlossenen Raum mit einer Inertgas-Umgebung, so daß die Oligonukleotidsynthese nicht durch Wasser bzw. Wasserdampf beeinträchtigt werden kann. Das Inertgas, beispielsweise Argon oder Stickstoff, kann vorteil­ haft oben auf die erfindungsgemäße Vorrichtung kontinuierlich aufgegeben werden und sinkt dann langsam über die Vorrichtung herab. Auf diese Weise ist der Inertgasverbrauch vermindert, denn es wird lediglich die Vorrichtung selbst mit einem schüt­ zenden Mantel aus Inertgas umgeben.

Bei einer Ausführungsform der erfindungsgemäßen Vorrichtung besteht auch zwischen den Reaktionsgefäßauslässen und den Ablaßkanälen ein kleiner axialer Abstand, während die stations­ weise Relativbewegung stattfindet. Vorzugsweise ist die erfin­ dungsgemäße Vorrichtung dabei so ausgestaltet, daß alle Flüssigkeits-Zuführeinrichtungen in oder auf einer Ventilträ­ gerplatte und alle Ablaßkanäle in einer Absaugplatte aufgenom­ men sind. Die erfindungsgemäße Vorrichtung umfaßt demnach in dieser Ausführungsform als wesentliche Bestandteile drei über­ einander angeordnete Platten, von denen die mittlere Platte der Teller ist. Die Ventilträgerplatte und die Absaugplatte haben eine plane Anlagefläche zum Teller und die Reaktionsgefäßein­ lässe sind vorzugsweise bündig mit der Oberseite des Tellers und die Reaktionsgefäßauslässe vorzugsweise bündig mit der Unterseite des Tellers ausgebildet, so daß durch einfaches Aneinanderlegen der Ventilträgerplatte, des Tellers und der Absaugplatte eine dichte Verbindung zwischen den Reaktionsgefä­ ßen und den Zuführventilen sowie den Ablaßkanälen erhalten werden kann. Zur einwandfreien und kostengünstigen Abdichtung können beispielsweise Dichtringe aus einem Elastomermaterial in der planen Anlagefläche der Ventilträgerplatte und der planen Anlagenfläche der Absaugplatte aufgenommen sein, die jeden Reaktionsgefäßeinlaß dicht mit dem entsprechenden Zuführventil und jeden Reaktionsgefäßauslaß dicht mit dem zugehörigen Ablaß­ kanal verbinden.

In einer besonders bevorzugten Ausgestaltung der erfindungsge­ mäßen Vorrichtung sind die Ventilträgerplatte und die Absaug­ platte drehfest und der Drehteller sowie die Absaugplatte sind relativ zur Ventilträgerplatte absenkbar. Zum Drehen des Dreh­ tellers um eine Station wird letzterer zusammen mit der Absaug­ platte geringfügig gegenüber der Ventilträgerplatte abgesenkt, um eine Station gedreht, und dann wieder in Anlage mit der Ventilträgerplatte nach oben verfahren. Dabei wird die Absaug­ platte etwas weiter als der Drehteller abgesenkt, so daß zwi­ schen der Absaugplatte und dem Drehteller ein kleiner Spalt besteht und die vorhandenen Dichtungen beim Drehen des Drehtel­ lers keiner Scherbelastung ausgesetzt sind. Beim Hochfahren des Drehtellers im Anschluß an dessen Drehung wird auch die Absaug­ platte wieder in dichtende Anlage mit der Unterseite des Dreh­ tellers gefahren.

Bei allen Ausführungsformen der erfindungsgemäßen Vorrichtung erstrecken sich die Einschübe vorzugsweise radial bezüglich des Drehtellers, wobei die Reaktionsgefäße in zumindest einer Reihe angeordnet sind. Zur Vergrößerung der Kapazität der erfindungs­ gemäßen Vorrichtung weist jeder Einschub vorzugsweise zwei zueinander parallele, sich radial erstreckende Reihen Reakti­ onsgefäße auf.

Die Einschübe der erfindungsgemäßen Vorrichtung bestehen vor­ zugsweise aus Kunststoff, insbesondere aus PEEK (Polyether­ etherketon). Es ist bei der erfindungsgemäßen Vorrichtung nicht notwendig, die Einschübe aus Edelstahl oder aus Glaskeramik herzustellen, da die Einschübe keiner abrasiven Beanspruchung unterliegen.

Jeder Einschub ist gemäß einer bevorzugten Ausführungsform so ausgestaltet, daß er auf seinen Längsseiten mindestens eine Codiernut und/oder einen Codiervorsprung aufweist. Die Codier­ nut eines Einschubs wirkt mit einem komplementär geformten Codiervorsprung des Drehtellers zusammen und ein Codiervor­ sprung des Einschubs wirkt mit einer komplementär geformten Codiernut des Drehtellers zusammen. Bei jedem Einschub ist mindestens die Codiernut oder der Codiervorsprung verschieden von den anderen Einschüben ausgeführt, so daß ein bestimmter Einschub nur an einer bestimmten Stelle in den Drehteller eingeschoben werden kann. Die Einschübe können auch mehrere Codiernuten und/oder Codiervorsprünge aufweisen.

Vorzugsweise sind die Codiernuten und Codiervorsprünge der Einschübe so ausgestaltet, daß alle Einschübe einer erfindungs­ gemäßen Vorrichtung zu Reaktionsgefäßplatten zusammensetzbar sind, beispielsweise zu Reaktionsgefäßplatten im MTP-Format. Das weitere Handling der mittels der erfindungsgemäßen Vorrich­ tung hergestellten Oligonukleotide wird so vereinfacht.

Das erfindungsgemäße Verfahren wird anhand eines Ausführungs­ beispiels der erfindungsgemäßen Vorrichtung unter Bezugnahme auf die beigefügten schematischen Figuren näher erläutert. Es zeigt:

Fig. 1 ein Funktionsschema eines Ausführungsbeispiel einer erfindungsgemäßen Vorrichtung zur parallelen Herstel­ lung von 96 Oligonukleotiden,

Fig. 2 einen in der erfindungsgemäßen Vorrichtung verwendeten Einschub im in der Vorrichtung befindlichen Zustand, und

Fig. 3 eine Reihe unterschiedlich kodierter Einschübe, von denen jeweils vier zu einer Reaktionsgefäßplatte im MTP-Format kombinierbar sind.

Fig. 1 zeigt in der Mitte schematisiert eine Vorrichtung 10 zur parallelen Herstellung von 96 Oligonukleotiden. Wesentliche Bestandteile der Vorrichtung 10 sind drei übereinander angeord­ nete plattenförmige Gebilde, nämlich eine oben angeordnete Ventilträgerplatte 12, eine unten angeordnete Absaugplatte 14 und ein zwischen diesen beiden Platten angeordneter Drehteller 16. Dieser Drehteller 16 kann relativ zu der drehfesten Ventil­ trägerplatte 12 und der ebenfalls drehfesten Absaugplatte 14 gedreht werden.

In dem Drehteller 16 befinden sich vier herausnehmbare Einschü­ be 18, in denen jeweils vierundzwanzig Reaktionsgefäße 20 ausgebildet sind, die in zwei parallelen Reihen zu je zwölf Reaktionsgefäßen 20 angeordnet sind (siehe Fig. 2). Jedes Reaktionsgefäß 20 ist oben und unten durch je einen Frittenbo­ den 22 verschlossen und enthält Glaskügelchen aus CPG (controlled pore glass), an die die jeweiligen Startbasen gebunden sind. Jedes Reaktionsgefäß 20 hat oben einen Reakti­ onsgefäßeinlaß 24 und unten einen Reaktionsgefäßauslaß 26. Die vier Einschübe 18 sind in dem runden Drehteller 16 unter einem Abstand von jeweils 90° zum nächsten Einschub 18 derart ange­ ordnet, daß sie radial in den Drehteller 16 eingeführt und aus ihm herausgezogen werden können.

Die Vorrichtung 10 weist vier separate Stationen 28, 30, 32, 34 auf, an denen bestimmte, zur Oligonukleotidsynthese erforderli­ che Operationen durchgeführt werden. Die Stationen 28, 30, 32 und 34 folgen in Drehrichtung r des Drehtellers 16 im Abstand von jeweils 90° aufeinander. An jeder Station 28, 30, 32, 34 ist in oder auf der Ventilträgerplatte 12 eine Flüssigkeits- Zuführeinrichtung 36 mit vierundzwanzig Zuführventilen 38 derart angeordnet, daß jedem Reaktionsgefäßeinlaß 24 ein Zu­ führventil 38 zugeordnet ist. An jeder Station 28, 30, 32, 34 ist des weiteren unterhalb jedes Reaktionsgefäßauslasses 26 ein Ablaßkanal 40 in der Absaugplatte 14 ausgebildet, durch den aus dem zugehörigen Reaktionsgefäß 20 austretende Flüssigkeit abgeführt wird.

Der Drehteller 16 ist mittels einer nicht dargestellten Hub- und Senkeinrichtung relativ zur Ventilträgerplatte 12 absenk­ bar. Mit derselben Hub- und Senkeinrichtung kann auch die Absaugplatte 14 relativ zur Ventilträgerplatte 12 und zum Drehteller abgesenkt und wieder angehoben werden. Mittels der Hub- und Senkeinrichtung können demnach die Reaktionsgefäßein­ lässe 24 aller Reaktionsgefäße 20 dichtend an die zugeordneten Zuführventile 38 und die Ablaßkanäle 40 dichtend an die zuge­ ordneten Reaktionsgefäßauslässe 26 angelegt werden. Bei der dargestellten Ausführungsform hat der Drehteller 16 eine plane Oberseite 42, die mit einer planen Anlagefläche 44 der Ventil­ trägerplatte 12 zusammenwirkt, und eine plane Unterseite 46, die mit einer planen Anlagefläche 48 der Absaugplatte 14 zusam­ menwirkt. Die eigentliche Abdichtung zwischen der Oberseite 42 des Drehtellers 16 und der Anlagefläche 44 und zwischen der Unterseite 46 des Drehtellers 16 und der Anlagefläche 48 über­ nehmen O-Ringe aus Elastomermaterial, die um jeden Reaktionsge­ fäßeinlaß 24 und jeden Reaktionsgefäßauslaß 26 herum angeordnet sind und entweder in die Oberseite 42 oder die Anlagefläche 44 und in die Anlagefläche 48 oder die Unterseite 46 des Drehtel­ lers 16 eingelassen sind.

Im folgenden wird die Funktion der Vorrichtung 10 zur Oligonu­ kleotidsynthese näher erläutert. Angenommen sei dabei, daß sich in jedem Reaktionsgefäß 20 ein Festphasenträger (feinkörniges CPG-Glassubtrat) befindet, an den ein erstes Nukleotid (Startbase) gebunden ist. Weitere Nukleotide sollen an dieses erste Nukleotid gebunden werden. Erwähnt sei, daß jedes neu hinzugegebene Nukleotid sich nur mit einem seiner Enden, dem sogenannten 3'-Ende ankoppeln kann, weil sein anderes Ende, das sogenannte 5'-Ende, mit einer Schutzgruppe (DMT-Gruppe) verse­ hen ist, die verhindert, daß die dem Reaktionsgefäß 20 neu zugegebenen Nukleotide untereinander reagieren.

Beginnend an einer ersten Station 28 werden in einer sogenann­ ten Deblock-Operation die DMT-Gruppen (Schutzgruppen) von dem an dem Festphasenträger gebundenen Startnukleotid (oder einer mittlerweile gebildeten Nukleotidkette) abgespalten, um das 5'-Ende des Nukleotidstrangs reaktionsfähig zu machen. Die Abspaltung der Schutzgruppen wird durch Zugabe von TCA (Trichloressigsäure; genauer 3%ige Trichloressigsäure in Dichlormethan) erreicht. Hierzu werden die Zuführventile 38 der ersten Station 28, die über eine Leitung 50 mit einem Vorrats­ behälter 52 für TCA verbunden sind, 5 Sekunden geöffnet und dann wieder geschlossen. Die den Reaktionsgefäßen 20 zugegebene TCA-Lösung verbleibt dann 50 Sekunden lang in den Reaktionsge­ fäßen 20. Sodann wird durch Anlegen von Unterdruck an die Ablaßkanäle 40 der ersten Station 28 die TCA-Lösung aus den Reaktionsgefäßen 20 abgesaugt.

Der Drehteller 16 und die Absaugplatte 14 werden dann abge­ senkt, bis sich zwischen der Oberseite 42 des Drehtellers 16 und der Anlagefläche 44 sowie zwischen der Unterseite 46 des Drehtellers 16 und der Anlagefläche 48 ein kleiner Spalt gebil­ det hat. Darauf hin wird der Drehteller 16 um 90° im Uhrzeiger­ sinn gedreht, so daß der sich zu Beginn in der ersten Station 28 befindende Einschub 18 mit seinen Reaktionsgefäßen 20 sich nunmehr in der zweiten Station 30 befindet. Die Absaugplatte 14 und der Drehteller 16 werden wieder in dichtende Anlage mitein­ ander und mit der Ventilträgerplatte 12 gefahren.

In der zweiten Station 30 findet eine erste Wasch-Operation statt, während der die Reaktionsgefäße 20 intensiv gespült werden. Dies geschieht durch Zugabe von Acetonitril, wozu die Zuführventile 38 der zweiten Station 30, die über eine Leitung 54 mit einem Acetonitril-Vorratsbehälter 56 verbunden sind, geöffnet werden. Die Acetonitril-Lösung läuft durch die Reakti­ onsgefäßeinlässe 24 in jedes Reaktionsgefäß 20 und aus den Reaktionsgefäßauslässen 26 wieder heraus in die Ablaßkanäle 40 der zweiten Station 30.

In die Ablaßkanäle 40 der zweiten Station 30 integriert ist eine Meßeinrichtung 58, mittels derer online die Qualität der an der ersten Station 28 stattgefundenen Deblock-Operation überprüft werden kann. Hierzu wird die aus den Reaktionsgefäßen 20 strömende Acetonitril-Lösung durch Messung ihrer Leitfähig­ keit oder durch Messung ihrer Farbintensität untersucht. Die in der Deblock-Operation entfernten Schutzgruppen lassen sich beispielsweise optisch als orange Einfärbung der Acetonitril- Lösung erkennen. Stellt die Meßeinrichtung 58 keine solche Einfärbung mehr fest, kann davon ausgegangen werden, daß alle entfernten Schutzgruppen aus den Reaktionsgefäßen 20 herausge­ spült worden sind. Veranschlagt wird hierfür eine Zugabezeit von 15 Sekunden, jedoch wird die Acetonitril-Lösung aus dem Behälter 56 den Reaktionsgefäßen 20 mittels der Zuführventile 38 solange zugeführt, bis keine Einfärbung der die Reaktionsge­ fäße verlassenden Flüssigkeit mehr festgestellt werden kann.

Sodann wird der Drehteller 16 wie zuvor beschrieben eine Stati­ on weiter gedreht. Der betrachtete Einschub 18 befindet sich damit in der dritten Station 32. Dort findet die eigentliche, kettenverlängernde Reaktion statt, die als Coupling-Operation bezeichnet wird. Zur Kettenverlängerung muß den sich in den Reaktionsgefäßen 20 befindenden Nukleotidketten eine weitere Nukleotid-Base zugegeben werden, die dann an das in der zweiten Station 30 reaktionsfähig gemachte Ende der Nukleotidkette ankoppelt. Zur Auswahl der gewünschten Nukleotid-Base steht die der dritten Station 32 zugeordnete Flüssigkeits-Zuführ­ einrichtung 36 in fluidleitender Verbindung mit einem Auswahl­ ventilblock 60, der sieben Auswahlventile 62 aufweist. Je eines der Auswahlventile 62 ist mit einem Adenosin-Vorratsbehälter 64, einem Cytosin-Vorratsbehälter 66, einem Guanosin-Vorrats­ behälter 68 und einem Thymidin-Vorratsbehälter 70 verbunden. Ein weiteres Auswahlventil 62 ist mit einem Vorratsbehälter 72 für Tetrazol verbunden, das als Aktivator dient. Die zwei restlichen Auswahlventile 62 sind mit Vorratsbehältern 74 und 76 verbunden, die beispielsweise Markierungsreagenzien enthal­ ten können, etwa oder ein Farbstoff und Hapten. Solche Markie­ rungsreagenzien können während der Coupling-Operation zugegeben werden, um später eine Identifikation eines mit dem Oligonu­ kleotid erzeugten Produktes zu ermöglichen.

Durch Öffnen des der gewünschten Nukleotid-Base zugeordneten Auswahlventiles 62 und der entsprechenden Zuführventile 38 kann die ausgewählte Nukleotid-Base den Reaktionsgefäßen 20 zugege­ ben werden. Als Zugabezeit werden etwa 2,5 Sekunden veran­ schlagt. Gleichzeitig mit der Nukleotid-Base und/oder kurz davor und, falls erforderlich, auch danach wird der Aktivator durch Öffnen des entsprechenden Auswahlventils 62 (und der Zuführventile 38) den Reaktionsgefäßen 20 zugegeben. Auf die Zugabe der Nukleotid-Basen und des Aktivators folgt eine Warte­ zeit von etwa 30 Sekunden, um den neu hinzugegebenen Bausteinen Zeit zu geben, an die bestehende Kette anzukoppeln.

In der dritten Station 32 kann allen Reaktionsgefäßen 20 die­ selbe Nukleotid-Base zugegeben werden, beispielsweise Cytosin. Ebenso können jedoch unterschiedlichen Reaktionsgefäßen 20 unterschiedliche Nukleotid-Basen zugegeben werden, so daß in den verschiedenen Reaktionsgefäßen 20 unterschiedliche Oligonu­ kleotidketten erzeugt werden. Dies läßt sich auf einfache Weise durch ein aufeinanderfolgendes Öffnen der den entsprechenden Vorratsbehälter 64 bis 70 freigebenden Auswahlventile 62 errei­ chen, wobei dann immer nur die denjenigen Reaktionsgefäßen 20 zugeordneten Zuführventile 38 geöffnet sind, in die die ent­ sprechende Nukleotid-Base gelangen soll. Zeitlich stellt diese aufeinanderfolgende Zuführung verschiedener ausgewählter Nu­ kleotid-Basen in unterschiedliche Reaktionsgefäße 20 kein Problem dar, denn die erforderliche Wartezeit von 30 Sekunden ist innerhalb der Taktzeit von 60 Sekunden auch dann noch gewährleistet, wenn alle vier Nukleotid-Basen zugegeben werden.

Nach Verstreichen der Wartezeit wird die sich in den Reaktions­ gefäßen 20 befindende Reaktionslösung durch die der dritten Station 32 zugeordneten Ablaßkanäle 40 abgesaugt. Sodann wird der Drehteller 16 in der bereits beschriebenen Weise um eine Station weitergedreht, so daß der betrachtete Einschub 18 sich jetzt in der vierten Station 34 befindet.

In der vierten Station 34 finden nacheinander mehrere Operatio­ nen statt, nämlich eine zweite Wasch-Operation, eine Capping- Operation, eine dritte Wasch-Operation, eine Oxidations- Operation, und eine vierte Wasch-Operation. Hierzu steht die der vierten Station 34 zugeordnete Flüssigkeits- Zuführeinrichtung 36 in flüssigkeitsleitender Verbindung mit einem zweiten Auswahlventilblock 78 mit drei Auswahlventilen 80. Das erste dieser Auswahlventile 80 ist mit einem Vorratsbe­ hälter 82 für ein erstes Capping-Reagens verbunden, das zweite Auswahlventil 80 mit einem Vorratsbehälter 84 für ein zweites Capping-Reagens, und das dritte Auswahlventil 80 mit einem Vorratsbehälter 86 für eine Jodlösung. Des weiteren kann ein Waschflüssigkeitsvorratsbehälter 52', der mit dem Vorratsbehäl­ ter 52 identisch sein kann, durch ein Ventil 88 flüssigkeits­ leitend mit der Flüssigkeits-Zuführeinrichtung 36 der vierten Station 34 verbunden werden. Durch Öffnen dieses Ventils 88 und aller Zuführventile 38 für etwa 15 Sekunden wird allen Reakti­ onsgefäßen 20 zur Ausführung der zweiten Wasch-Operation Aceto­ nitril-Lösung zugeführt. Die Acetonitril-Lösung läuft durch die Reaktionsgefäße 20 hindurch und in die Ablaßkanäle 40 der vierten Station 34 hinein.

Dann wird durch Schließen des Ventils 88 und Öffnen der ent­ sprechenden Auswahlventile 80 etwa 3 Sekunden lang das im Vorratsbehälter 82 enthaltene, erste Capping-Reagens und/oder das im Vorratsbehälter 84 enthaltene zweite Capping-Reagens den Reaktionsgefäßen 20 zugeführt. Die mit diesen Reagenzien durch­ geführte, sogenannte Capping-Operation ist notwendig, weil nie 100% der in den Reaktionsgefäßen 20 enthaltenen Oligonukleotid­ ketten in der vorhergehenden Coupling-Operation mit den neu hinzugegebenen Nukleotid-Bausteinen reagiert haben. Diejenigen Kettenenden, die in der Coupling-Operation nicht wie vorgesehen reagiert haben, müssen dauerhaft blockiert werden, um die Bildung fehlerhafter Oligonukleotidketten zu vermeiden. Eine Wartezeit ist nach der Zugabe der Capping-Reagenzien nicht zu beachten, da diese Reagenzien äußerst schnell reagieren.

Auf die Capping-Operation folgt eine analog der zweiten Wasch- Operation durchgeführte dritte Wasch-Operation, wiederum für eine Zeitdauer von etwa 15 Sekunden.

Im Anschluß an die dritte Wasch-Operation folgt durch Schließen des Ventils 88 und Öffnen des dem Vorratsbehälter 86 für Jodlö­ sung zugeordneten Auswahlventils 80 eine Oxidations-Operation, indem die Jodlösung aus dem Vorratsbehälter 86 durch die geöff­ neten Zuführventile 38 den Reaktionsgefäßen 20 etwa 2 Sekunden lang zugeführt wird. Diese Oxidations-Operation stabilisiert durch Aufoxidation des Phosphors von P(III) zu P(V) das Phosphat-Grundgerüst der Oligonukleotidketten.

Schlußendlich wird analog der zweiten und der dritten Wasch- Operation eine vierte Wasch-Operation für 15 Sekunden durchge­ führt, um die Jodlösung aus den Reaktionsgefäßen 20 herauszu­ spülen. Damit ist ein Durchlauf des betrachteten Einschubs 18 beendet, an den sich weitere Durchläufe anschließen können, um die gewünschten Nukleotid-Ketten zu erzeugen. Nachdem die erforderliche Anzahl von Umläufen pro Einschub 18 stattgefunden hat, kann der entsprechende Einschub aus dem Drehteller 16 seitlich entnommen werden und durch einen neuen, Start-Basen enthaltenden Einschub 18 ersetzt werden.

In den Fig. 2 und 3 sind die Einschübe 18 näher erläutert. Jeder Einschub 18 ist im wesentlichen stabförmig und weist zwei zueinander parallele Reihen Reaktionsgefäße 20 auf, beispiels­ weise 12 Reaktionsgefäße pro Reihe. An seinen Längsseiten ist jeder Einschub 18 mit zumindest einer Codiernut 90 oder mit zumindest einem Codiervorsprung 92 versehen. Durch diese Codiernuten 90 und/oder Codiervorsprünge 92 ist sichergestellt, daß ein bestimmter Einschub 18 nur an einer bestimmten Position in den Drehteller 16 eingeschoben werden kann, nämlich an derjenigen Position, an der der Drehteller 16 Codiernuten 90' (nicht dargestellt) oder Codiervorsprünge 92' aufweist, die den Codiernuten 90 oder den Codiervorsprüngen 92 des jeweiligen Einschubes 18 entsprechen. Eine Fehlbestückung des Drehtellers 16 ist somit nahezu ausgeschlossen.

Als weiterer Vorteil lassen sich die solchermaßen ausgestalte­ ten Einschübe 18 zu Reaktionsgefäßplatten 94 im Standard MTP- Format zusammensetzen (siehe Fig. 3), wobei auch dies nur in einer bestimmten, durch die Codiernuten 90 und Codiervorsprünge 92 der entsprechenden Einschübe 18 vorgegebenen Reihenfolge möglich ist.

Claims (18)

1. Verfahren zur parallelen Herstellung von wenigstens 4n Oligonukleotiden, mit den Schritten:

• - Anordnen von wenigstens vier Einschüben mit je n Reaktionsge­ fäßen auf einem Teller derart, daß ein erster Einschub sich an einer ersten Station, ein zweiter Einschub sich an einer zwei­ ten Station, ein dritter Einschub sich an einer dritten Station und ein vierter Einschub sich an einer vierten Station befin­ den, wobei jedes Reaktionsgefäß eine an einen inerten Träger gebundene Startbase oder einen Universalträger enthält,
• - paralleles Durchführen von
  • a) einer Deblock-Operation zur Entfernung von Schutzgruppen gleichzeitig in allen n Reaktionsgefäßen des sich an der ersten Station befindenden Einschubes,
  • b) einer ersten Wasch-Operation gleichzeitig in allen n Reakti­ onsgefäßen des sich an der zweiten Station befindenden Einschu­ bes,
  • c) einer Coupling-Operation zum Anfügen einzelner Nukleotide in allen n Reaktionsgefäßen des sich an der dritten Station befin­ denden Einschubes, und
  • d) einer zweiten Wasch-Operation gefolgt von einer Capping- Operation zum Blockieren von Oligonukleotiden, die in der vorangegangenen Coupling-Operation nicht die gewünschte Ketten­ verlängerung erfahren haben, gefolgt von einer dritten Wasch- Operation gefolgt von einer Oxidations-Operation zum Stabili­ sieren des Phosphatgrundgerüstes der Oligonukleotide, gefolgt von einer vierten Wasch-Operation gleichzeitig in allen n Reaktionsgefäßen des sich an der vierten Station befindenden Einschubs, und
• - stationsweises Rotieren der Einschübe durch die genannten vier Stationen oder der Stationen relativ zu den Einschüben und Ausführen der zuvor genannten Operationen solange, bis die gewünschten Oligonukleotide durch Aneinanderkoppeln der einzel­ nen Nukleotide entstanden sind.

2. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß an der zweiten Station zusammen mit der dort durchgeführten ersten Wasch-Operation eine Monitoring- Operation stattfindet, die Aufschluß über die Qualität der an der ersten Station durchgeführten Deblock-Operation gibt.

3. Verfahren nach Anspruch 2, dadurch gekennzeichnet, daß die Monitoring-Operation eine Online-Messung der Leitfähigkeit einer für die erste Wasch- Operation verwendeten Waschflüssigkeit umfaßt.

4. Verfahren nach Anspruch 2, dadurch gekennzeichnet, daß die Monitoring-Operation eine Online-Messung der Farbintensität, insbesondere durch Messen mittels UV-Licht, einer für die erste Wasch-Operation verwende­ ten Waschflüssigkeit umfaßt.

5. Verfahren nach einem der Ansprüche 2 bis 4, dadurch gekennzeichnet, daß die erste Wasch-Operation solange durchgeführt wird, bis die Monitoring-Operation ergibt, daß die in der vorangegangenen Deblock-Operation entfernten Schutzgrup­ pen vollständig ausgespült sind.

6. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, daß bei der an der dritten Station durchgeführten Coupling-Operation eine ausgewählte Nukleotid- Base gleichzeitig mit einem Aktivator, vorzugsweise Tetrazol, den Reaktionsgefäßen zugegeben wird.

7. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, daß bei der an der dritten Station durchgeführten Coupling-Operation eine Markierungsgruppe, insbesondere ein Basenanalogon, ein Farbstoff oder ein Hapten, den Reaktionsgefäßen zugegeben wird.

8. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, daß die Reaktionsgefäße als Durchfluß­ gefäße ausgebildet sind, und daß die in den vier Stationen den Reaktionsgefäßen zuzuführenden Flüssigkeiten durch Anlegen eines Druckgefälles zwischen Reaktionsgefäßeinlaß und Reakti­ onsgefäßauslaß in die Reaktionsgefäße hinein und aus ihnen heraus befördert werden.

9. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, daß alle Operationen unter einer Schutzgasatmospäre durchgeführt werden, insbesondere unter Stickstoff und/oder Argon.

10. Vorrichtung zur parallelen Herstellung von wenigstens 4n Oligonukleotiden, mit

• - einer ersten Station (28) zur Durchführung einer Deblock- Operation,
• - einer zweiten Station (30) zur Durchführung einer ersten Wasch-Operation,
• - einer dritten Station (32) zur Durchführung einer Coupling- Operation,
• - einer vierten Station (34) zur Durchführung einer zweiten Wasch-Operation gefolgt von einer Capping-Operation gefolgt von einer dritten Wasch-Operation gefolgt von einer Oxidations- Operation gefolgt von einer vierten Wasch-Operation, wobei die erste, die zweite, die dritte und die vierte Station in Um­ fangsrichtung mit Abstand aufeinanderfolgen,
• - einem Teller (16), der wenigstens vier Einschübe (18) mit je n Reaktionsgefäßen (20) derart aufweist, daß ein erster Ein­ schub (18) sich an der ersten Station (28), ein zweiter Ein­ schub (18) sich an der zweiten Station (30), ein dritter Einschub (18) sich an der dritten Station (32) und ein vierter Einschub (18) sich an der vierten Station (34) befindet, wobei jedes Reaktionsgefäß (20) als Durchflußgefäß mit einem Reakti­ onsgefäßeinlaß und einem Reaktionsgefäßauslaß ausgebildet ist,
• - einer Einrichtung zum Ausführen einer stationsweisen Relativ­ bewegung zwischen dem Teller (16) und den Stationen (28, 30, 32, 34),
• - einer in jeder Station (28, 30, 32, 34) unmittelbar den Reaktionsgefäßeinlässen zugeordneten Flüssigkeits-Zuführ­ einrichtung (36), und
• - einem in jeder Station (28, 30, 32, 34) unmittelbar jedem Reaktionsgefäßauslaß zugeordneten Ablaßkanal (40), wobei jeder Reaktionsgefäßeinlaß in dichtendem Eingriff mit der zugehörigen Flüssigkeits-Zuführeinrichtung (36) und jeder Reaktionsge­ fäßauslaß in dichtendem Eingriff mit dem zugehörigen Ablaßkanal (40) ist, wenn sich die Einschübe (18) in einer Station (28, 30, 32, 34) befinden, und wobei zumindest zwischen den Reakti­ onsgefäßeinlässen und der Flüssigkeits-Zuführeinrichtung (36) ein kleiner axialer Abstand besteht, während eine stationsweise Relativbewegung zwischen dem Teller (16) und den Stationen (28, 30, 32, 34) stattfindet.

11. Vorrichtung nach Anspruch 10, dadurch gekennzeichnet, daß auch zwischen den Reaktionsge­ fäßauslässen und den Ablaßkanälen (40) ein kleiner axialer Abstand besteht, während eine stationsweise Relativbewegung zwischen dem Teller (16) und den Stationen (28, 30, 32, 34) stattfindet.

12. Vorrichtung nach Anspruch 10 oder 11, dadurch gekennzeichnet, daß der Teller (16) ein Drehteller ist und daß alle Flüssigkeits-Zuführeinrichtungen (36) in oder auf einer Ventilträgerplatte (12) und alle Ablaßkanäle (40) in einer Absaugplatte (14) aufgenommen sind, wobei die Ventilträ­ gerplatte (12) eine plane Anlagefläche (44) zur Oberseite des Drehtellers (16) und die Absaugplatte (14) eine plane Anlage­ fläche (48) zur Unterseite des Drehtellers (16) aufweist, und daß die Reaktionsgefäßeinlässe bündig mit der Oberseite des Drehtellers (16) und die Reaktionsgefäßauslässe bündig mit der Unterseite des Drehtellers (16) ausgebildet sind.

13. Vorrichtung nach einem der Ansprüche 10 bis 12, dadurch gekennzeichnet, daß jede Flüssigkeits-Zuführeinrichtung (36) n Zuführventile (38) aufweist.

14. Vorrichtung nach Anspruch 12 oder 13, dadurch gekennzeichnet, daß die Ventilträgerplatte (12) und die Absaugplatte (14) drehfest sind, und daß der Drehteller (16) und die Absaugplatte (14) relativ zur Ventilträgerplatte (12) absenkbar sind.

15. Vorrichtung nach einem der Ansprüche 10 bis 14, dadurch gekennzeichnet, daß jeder Einschub (18) sich radial im Teller (16) erstreckt und wenigstens eine Reihe, vorzugsweise zwei zueinander parallele Reihen, Reaktionsgefäße (20) auf­ weist.

16. Vorrichtung nach einem der Ansprüche 10 bis 15, dadurch gekennzeichnet, daß die Einschübe (18) aus Kunststoff bestehen, insbesondere aus Polyetheretherketon.

17. Vorrichtung nach einem der Ansprüche 10 bis 16, dadurch gekennzeichnet, daß jeder Einschub (18) an seinen Längsseiten eine verschieden ausgestaltete Codiernut (90) oder einen Codiervorsprung (92) aufweist, die mit einem entsprechen­ den Codiervorsprung (90') oder einer entsprechenden Codiernut (92') des Drehtellers (16) zusammenwirken.

18. Vorrichtung nach Anspruch 17, dadurch gekennzeichnet, daß die Einschübe (18) mittels der Codiernuten (90) und Codiervorsprünge (92) zu Reaktionsge­ fäßplatten (94) zusammensetzbar sind.