DE4338704A1

DE4338704A1 - Stabilisierte Oligonucleotide und deren Verwendung

Info

Publication number: DE4338704A1
Application number: DE4338704A
Authority: DE
Inventors: Anuschirwan Dr Peyman; Eugen Dr Uhlmann; Matthias Dr Mag; Gerhard Dr Kretzschmar; Matthias Dr Helsberg; Irvin Dr Winkler
Original assignee: Hoechst AG
Current assignee: Hoechst AG
Priority date: 1993-11-12
Filing date: 1993-11-12
Publication date: 1995-05-18
Also published as: EP1182206A3; ATE265465T1; CA2135591A1; JP3558230B2; HK1041888A1; EP0653439B1; AU696635B2; DK0653439T3; CA2135591C; NZ264894A; US6348312B1; DE59410371D1; EP0653439A2; AU7779994A; JPH07194385A; EP0653439A3; ES2218522T3; EP1182206A2; PT653439E

Description

Die Erfindung betrifft neue stabilisierte Oligonucleotide, bei denen mindestens ein nichtendständiges Pyrimidin-Nucleosid modifiziert ist, sowie deren Verwendung als Diagnostikum oder Arzneimittel zur Behandlung von Vireninfektionen, Krebs oder Erkrankungen, bei denen Integrine oder Zell-Zell-Adhäsionsrezeptoren wirken.

Antisense Oligonucleotide (AO) und Tripei Helix Bildende Oligonucleotide (TFO) erwiesen sich als spezifische Inhibitoren der Genexpression in einer Vielzahl von Systemen, sowohl in vitro als auch in vivo [Uhlmann & Peyman, Chem. Rev. 1990, 90, 543; Milligan et al., J. Med. Chem. 1993, 36, 1923; Stein & Cheng, Science 1993, 261, 1004].

Eines der Hauptprobleme bei der Verwendung natürlich vorkommender Phosphodiester (PO) Oligonucleotide ist deren rascher Abbau durch verschiedene nucleolytische Aktivitäten sowohl in Zellen, wie auch im Zellkultur-Medium. Zur Stabilisierung von Oligonucleotiden wurden verschiedene chemische Modifikationen eingesetzt. Eine Übersicht über den Stand der Technik geben beispielsweise Milligan et al., supra und Uhlmann & Peyman, supra. Die Stabilisierung gegen nucleolytischen Abbau kann durch die Modifikation oder Ersatz der Phosphatbrücke, des Zuckerbausteins, der Nucleobase oder durch Ersatz des Zucker-Phosphat-Rückgrats der Oligonucleotide erfolgen. Da die Phosphatbrücke das Zentrum des nucleolytischen Angriffs ist, wurden insbesondere zahlreiche Modifikationen der Internucleosidbrücke beschrieben. Die am häufigsten verwandten nucleaseresistenten Internucleosidbrücken sind Phosphorothioat- (PS), Methylphosphonat- (MeP) und Phosphorothioat- (PA) Brücken.

Dabei ist zu beachten, daß mit Einführung von Modifikationen nicht nur die Stabilität gegen Nucleasen verändert wird, sondern gleichzeitig eine Vielzahl von Eigenschaften der Antisense Oligonucleotide bzw. Tripel-Helix bildenden Oligonucleotide, wie beispielsweise deren Zellgängigkeit, RNase H Aktivierung, Spezifität und die Fähigkeit zur Hybridisierung mit RNA (für AO) bzw. DNA (für TFO) etc . . Darüberhinaus gibt es Hinweise, daß die Serum-Stabilität, die oft als Kriterium für Nucleasestabilität herangezogen wird, nicht immer die intrazelluläre Aktivität wiederspiegelt [P. D. Cook in "Antisense Research and Applications", Crooke and Lebleu, Eds., CRC Press, Boca Raton, 1993, Chapter 9, S.149ff]. Neben der Nucleaseresistenz gibt daher die biologische Wirkung von Antisense Oligonucleotiden oder Tripel Helix bildenden Oligonucleotiden einen Aufschluß über die Güte solcher Modifikationen.

In der Frage, an welchen Positionen im Oligonucleotid solche Modifikationen idealerweise erfolgen sollten, sind folgende Strategien entwickelt worden [P. D. Cook (supra); Uhlmann & Peyman (supra); Milligan et al, (supra)]:

I) Der Austausch aller Internucleosid-Brücken, beispielsweise zu all-PS- Oligonucleotiden.

Dieser Austausch führt zu äußerst nukleasestabilen Oligonucleotiden. Beispielsweise ist der Abbau durch Endonucleasen (S1-Nuclease) und durch die Endo/Exo-Nuclease P1 bei einem all-PS Oligonucleotid um den Faktor 2-45 gegenüber einem P0 Oligonucleotid verlangsamt [Stein et al., Nucl. Acids Res. 1988, 16, 1763]. All-PS Oligonucleotide sind auch in intakten Zellen resistent. In Xenopus Oocyten oder Embrionen werden microinjizierte P0 Oligonucleotide mit einer Halbwertszeit von dreißig Minuten abgebaut, während all-PS Oligonucleotide unter gleichen Bedingungen eine Halbwertszeit von mehr als drei Stunden aufweisen [Woolf et al., Nucl. Acids Res. 1990, 18, 1763]. Auch all-MeP Oligonucleotide sind äußerst nucleaseresistent.

Der Nachteil von all-PS bzw. all-MeP Oligonucleotiden gegenüber den P0 Oligonucleotiden ist ihre verminderte Fähigkeit, mit der Target RNA stabile Hybride einzugehen. Ein weiterer Nachteil der all-PS Oligonucleotide sind die unspezifischen ("Nicht-antisense"-)Effekte, die mit dieser Verbindungsklasse oft beobachtet werden [Milligan et al., supra; Stein & Cheng, supra].

Auch andere uniform modifizierte Derivate, beispielsweise all-2′-O-Methyl-Derivate oder all α-2′-Desoxyribo-Derivate sind im allgemeinen gekennzeichnet durch den Verlust der Fähigkeit zur Aktivierung von RNase H.

II) Copolymere modifizierter und unmodifizierter Phosphordiester-Brücken

Ghosh et al. [Anti-Cancer Drug Design 1993, 8, 15] beschreiben Phosphorothioat- Phosphordiester Oligonucleotid mit verschiedenen Prozentanteilen an PS-Brücken. Diese sind beispielsweise nach dem Schema [PS-PO-PO-PO]_n, [PO-PO-PS]_n, [PS- PO]_n, [(PO)₂-(PS)₂]_n, [PO-PS,PS]_n aufgebaut. Sie lehren, daß für eine selektive Inhibierung der Translation ein Gehalt von mindestens 50% PS-Brücken notwendig ist und, daß darunter ein scharfer Abfall der Wirkung eintritt. Die vorliegende Erfindung zeigt, daß diese Ergebnisse nicht richtig sind und daß mit der richtigen Positionierung der Modifikationen ein Gehalt von weit weniger als 50% PS- Bindungen für selektive Inhibierung ausreicht (s. u.). Weiter lehren Ghosh et al., daß mit den unter III beschriebenen Endcapping/Gap-Technik gute Resultate erzielt werden.

Der alternierende Austausch jeder zweiten Internucleosid-Brücke, beispielsweise gegen MeP-Brücken, (Furdan et al., Nucl. Acids Res. 1989, 17, 9193), erzielt gegenüber den uniform modifizierten MeP-Oligonucleotiden keinen Vorteil. So bewirken die alternierend MeP-modifizierten Oligonucleotide beispielsweise ebenfalls keine Aktivierung der RNase H.

Oligonucleotide mit alternierenden Phosphat-O-Ethyl- oder Phosphat-O-isopropyl- Estern und alternierende MeP-Oligonucleotide erwiesen sich im Vergleich auch weniger aktiv als all-MeP- oder all-PS-Oligonucleotide [Marcus-Secura et al., Nucl. Acids Res. 1987, 15, 5749].

III) Der Austausch von eins, zwei oder drei Internucleosid-Brücken am 5′ bzw. am 3′-Ende der Oligonucleotide (End-Capping) sowie der Austausch von eins, zwei oder drei Internucleosid-Brücken am 5′ und am 3′-Ende der Oligonucleotide (gap- Technik).

Zur Effektivität des end-cappings existieren teilweise gegensätzliche Resultate. Insbesondere das 3′-end-capping durch PS-, PA, oder MeP Brücken wird als Schutz gegen Nucleasen beschrieben [P. D. Cook, supra, Milligan et al., suprai] Schutz durch 3′-Endcapping wurde auch durch verschiedene andere Modifikationen erreicht. 3′-3′-Endcapping wurde von verschiedenen Autoren als Schutz gegen nucleolytischen Abbau beschrieben [Shaw et al., Nucl. Acids Res. 1991, 19, 747; Seliger et al., Nucleoside & Nucleotides 1991, 10, 469]. Eine weitere Variante des 3′-Endcappings ist die Einführung von Konjugat-Molekülen am 3′-Ende, was ebenfalls die Nucleasestabilität erhöht, wie beispielsweise 3′-Dodecanol oder 3′- Acridin [P.D. Cook, supra], oder 3-Amino-2,3-propandiol [W092/20697]. Die gap-Technik, also der Austausch von eins, zwei oder drei Internucleosid- Brücken am 5′- und am 3′-Ende der Oligonucleotide, hat sich besonders bewährt, da, abgesehen von PS-Oligonucleotiden, die meisten uniformen Modifikationen mit einem Verlust der Fähigkeit zur RNase H Aktivierung und damit einem starken Aktivitätsverlust einhergehen. Auch hier wurden die verschiedensten Derivate, modifizierte Phosphodiester-Brücken, modifizierte Zucker, modifizierte Basen, wie beispielsweise MeP-, PS-, PA-, 2′-O-Alkyl-, 2′-F-derivatisierte Oligonucleotide zur Stabilisierung eingesetzt. Eine Zusammenfassung dieser Ergebnisse findet sich in P. D. Cook supra. Im "gap" genügt dann eine Sequenz von zwei bis vier PO- Bindungen, um die RNase H zu aktivieren.

Giles et al. [Anti-Cancer Drug Design 1993, 8, 33] beschreiben Methylphosphonat- Phosphodiester-Chimere Oligonucleotide, in denen das Gap an unmodifizierten PO- Brücken kontinuierlich von acht auf zwei Brücken verkürzt wurde. Dabei wurde ein Trend zur verbesserten Zellaufnahme bei verkürztem gap festgestellt, jedoch wurden die Oligonucleotide nicht auf ihre Antisense-Wirkung untersucht.

Einen interessanten Vergleich verschiedener Strategien liefert Hoke et al. [Nucl. Acids Res. 1991, 19, 5743]. Sie vergleichen die Wirkung von verschiedenen PS- modifizierten Antisense Oligonucleotiden gegen HSV-1 in Zell-Kultur. Ihre Ergebnisse bestätigen, daß 3′- bzw. 3′+ 5′- endcapping Oligonucleotide (jeweils die ersten drei Internucleosidbrücken werden modifiziert) im Serum, vergleichbar den all-PS Oligonucleotiden, ausreichend gegen Nuclease-Abbau geschützt werden. Dagegen werden intern modifizierte (3 PS Brücken) und nur 5′-endcapping Oligonucleotide (die ersten drei Internucleosidbrücken werden ebenfalls modifiziert) rasch abgebaut. Dagegen fanden sie, daß für die Wirkung in der Zelle weder ein 5′- noch ein 3′-endcapping oder beides ausreicht und schließen daraus, daß eine uniforme Modifikation (all-PS) nötig ist, um ausreichende Stabilität gegen Nucleasen in Zellen zu erreichen.

Es wurde nun überraschenderweise gefunden, daß Pyrimidin-Nucleoside in den Oligonucleotiden Schwachpunkte gegen Nuclease-Resistenz darstellen. Werden diese Stellen nun durch Modifikationen, welche die Nuclease-Resistenz erhöhen, geschützt, so führte dies wiederum zu einer erheblichen Stabilitäts- und Wirkungsverbesserung.

Gegenstand der Erfindung sind daher Oligonucleotide der Formel

ACACCCAATTCTGAAAATGG (I)

AGGTCCCTGTTCGGGCGCCA (II)

GTCGACACCCAATTCTGAAAATGGATAA (III)

GCTATGTCGACACCCAATTCTGAAA (IV)

TCGTCGCTGTCTCCGCTTCTTCTTCCTGCCA (V)

CTGTCTCCGCTTCTTCTTCCTGCCATAGGAG (VI)

GCGGGGCTCCATGGGGGTCG (VII)

CAGCTGCAACCCAGC (VIII)

GGCTGCTGGAGCGGGGCACAC (IX)

AACGTTGAGGGGCAT (X)

GTGCCGGGGTCTTCGGGC (XI)

GGAGAACATCATGGTCGAAAG (XII)

CCCGAGAACATCATGGTCGAAG (XIII)

GGGGAAAGCCCGGCAAGGGG (XIV)

CACCCGCCTTGGCCTCCCAC (XV)

GGGACTCCGGCGCAGCGC (XVI)

GGCAAACTTTCTTTTCCTCC (XVII)

GGGAAGGAGGAGGATGAGG (XVIII)

GGCAGTCATCCAGCTTCGGAG (XIX)

GCAGTAAGCATCCATATC (XX)

CCCCCACCACTTCCCCTCTC (XXI)

CTCCCCCACCACTTCCCCTC (XXII)

GCTGGGAGCCATAGCGAGG (XXIII)

ACTGCTGCCTCTTGTCTCAGG (XXIV)

CAATCAATGACTTCAAGAGTTC (XXV)

wobei mindestens ein nichtendständiges Pyrimidin-Nucleosid modifiziert ist.

Bevorzugt sind hierbei Oligonucleotide, bei denen 2-10, insbesondere 3-6 nichtendständige Pyrimidin-Nucleoside modifiziert sind, wobei vor allem nicht mehr als 8 aufeinanderfolgende Nucleotide modifiziert sein sollen.

Insbesondere sind Oligonucleotide bevorzugt, bei denen zusätzlich die 5′- und/oder 3′-Enden modifiziert sind, insbesondere solche, bei denen die ersten 1-5, insbesondere 1-3, vor allem 2-3 Nucleotide am 5′- und/oder 3′-Ende, vorzugsweise durch Phosphorothioatbrücken, Phosphorodithioatbrücken und/oder Methylphosphonatbrücken verbunden sind. Vor allem sind solche modifizierten Oligonucleotide bevorzugt, die ein oder mehrere Gruppen von mindestens 1-4, insbesondere 3-4, untereinander verbundene und nichtmodifizierte Nucleotide enthalten.

Beispielsweise zeigt Tabelle 1 das am 5′ und 3′-Ende zweifach mit PS gecappte Antisense Oligonucleotid 01 gegen HSV-1, das bei einer Konzentration von 27 µM wirksam ist. Die Einführung von drei PS-Brücken an 5′- und 3′-Ende bringt eine Aktivitätssteigerung auf 9 µM, der gleiche Effekt wird durch Einführung einer einzelnen weiteren PS-Brücke 3′ zu einem Cytosinrest C (Antisense Oligonucleotid Nr. 03) erreicht. Die Einführung von zwei PS-Brücken 5′- bzw. 3′- zu T und C (Antisense Oligonucleotid Nr. 04) bzw. die Einführung von vier PS-Brücken 5′- bzw. 3′- zu T und C (Antisense Oligonucleotid Nr. 05) führt zu weiteren Aktivitätssteigerungen von MHK-Werten (Minimale Hemmkonzentration) von 3 bzw. 1 µM. Bei 1 µM liegt auch der MHK-Wert des entsprechenden all-PS Derivats. Durch Schutz der Pyrimidin-Nucleoside ließ sich also eine Stabilitäts- und Aktivitäts-Erhöhung, vergleichbar dem all-modifizierten Oligonucleotid erreichen, ohne jedoch die oben beschriebenen Nachteile einer solch drastischen Änderung in Kauf nehmen zu müssen.

Die Stabilisierungen an den Pyrimidin-Positionen wie auch an den 5′- und/oder 3′- Enden können unabhängig voneinander folgendermaßen erfolgen:

a) Ersatz der 3′- und/oder der 5′-Phosphorsäurediesterbrücke, beispielsweise durch eine Phosphorothioat-, Phoshorodithioat-, NR¹R²-Phosphoramidat-, Boranophosphat-, Phosphat-(C₁-C₂₁)-O-Alkylester, Phosphat-[(C₆-C₁₂)Aryl- (C₁-C₂₁)-O-Alkyl]ester, 2,2,2-Trichlorodimethylethylphosphonat-, (C₁-C₈)Alkylphosphonat-, (C₆-C₁₂)-Arylphosphonat-Brücke. Bevorzugt ist der Ersatz durch eine Phosphorothioat-, Phoshorodithioat-, NR¹R²- Phosphoramidat-, Phosphat-O-Methylester-, Phosphat-O-ethylester-, Phosphat-O- isopropylester-, Methylphosphonat-, Phenylphosphonat-Brücke.

Besonders bevorzugt ist der Ersatz durch eine Phosphorothioat-, Phoshorodithioat-, Methylphosphonat-Brücke. Ganz besonders bevorzugt ist der Ersatz durch eine Phosphorothioat-Brücke.

R¹ und R² stehen unabhängig voneinander für Wasserstoff oder für C₁-C₁₈-Alkyl, C₆-C₂₀-Aryl, (C₆-C₁₄)-Aryl-(C₁-C₈)-alkyl, -(CH₂)_c-[NH(CH₂_c]_d-NR³R³ steht, worin c eine ganze Zahl von 2 bis 6 und d eine ganze Zahl von 0 bis 6 ist, und R³ unabhängig voneinander Wasserstoff, oder C₁-C₆-Alkyl oder C₁-C₄-Alkoxy-C₁-C₆- alkyl ist; bevorzugt steht R¹ und R² für Wasserstoff, C₁-C₈-Alkyl oder Methoxyethyl, besonders bevorzugt für Wasserstoff, C₁-C₄-Alkyl oder Methoxyethyl. R¹ und R² können auch zusammen mit dem sie tragenden Stickstoffatom einen 5-6-gliedrigen heterocyclischen Ring bilden, der zusätzlich ein weiteres Heteroatom aus der Reihe O, S, N enthalten kann.

b) Ersatz der 3′- oder 5′-Phosphorsäurediesterbrücke durch "Dephospho"-Brücken [s. z. B. Uhlmann und Peyman in "Methods in Molecular Biology", Vol. 20: Protocols for Oligonucleotides and Analogs", S. Agrawal, Ed., Humana Press, Totowa 1993, Chapter 16, 355ff], beispielsweise durch Formacetal, 3′- Thioformacetal, Methylhydroxylamin, Oxim, Methylendimethylhydrazo, Dimethylensulfon, Silylgruppen. Bevorzugt ist der Ersatz durch Formacetale und 3′-Thioformacetale.
c) Ersatz des Zuckerphosphat-Rückgrats, beispielsweise durch "Morpholinonucleosid"-Oligomere [E. P. Stirchak et al., Nucleic Acids Res. 17 (1989) 6129].
d) Ersatz der β-D-2′-Desoxyribose, beispielsweise durch α-D-2′-Desoxyribose, L-2′- Desoxyribose, 2′-F-2′-Desoxyribose, 2′-O-(C₁-C₆)Alkyl-Ribose, 2′-O-(C₂- C₆)Alkenyl-Ribose, 2′-NH₂-2′-desoxyribose, β-D-Xylofuranose, α-Arabinofuranose, 2,4-Dideoxy-β-D-erythro-hexo-pyranose, und carbocyclische [z. B. Froehler, J.Am.Chem.Soc. 1992, 114, 8320] und offenkettige Zuckeranaloga [z. B. Vandendriessche et al., Tetrahedron 1993, 49, 7223], Bicyclo-Zuckeranaloga [z. B. M. Tarkoy et al., Hely. Chim.- Acta 1993, 76, 481].

Bevorzugt ist der Ersatz durch 2′-F-2′-Desoxyribose, 2′-O-(C₁-C₆)Alkyl-Ribose, 2′- O-(C₂-C₆)Alkenyl-Ribose, 2′-NH₂-2′-desoxyribose.

Besonders bevorzugt ist der Ersatz durch 2′-F-2′-Desoxyribose, 2′-O-(C₁-C₄)Alkyl- Ribose, 2′-O-(C₂-C₄)Alkenyl-Ribose, 2′-NH₂-2′-desoxyribose. Ganz besonders bevorzugt ist der Ersatz durch 2′-O-Methyl-, 2′-O-Allyl-, 2′-O- Butylribose,

e) Ersatz der natürlichen Nucleosid-Basen, beispielsweise durch 5- (Hydroxymethyl)uracil, 5-Aminouracil, Pseudouracil, Dihydrouracil, 5-(C₁-C₆)-Alkyl uracil, 5-(C₂-C₆)-Alkenyl-uracil, 5-(C₂-C₆)-Alkinyl-uracil (s. z. B. Sogi et al., Tetrahedron Lett. 34 (1993) 2191), 5-(C₁-C₆)-Alkyl-cytosin, 5-(C₂-C₆)-Alkenyl-cytosin, 5-(C₂-C₆)-Alkinyl-cytosin, 5-Fluoruracil, 5-Fluorcytosin, 5-Chloruracil, 5-Chlorcytosin, 5-Bromuracil, 5-Bromcytosin.

Bevorzugt ist der Ersatz durch 5-(C₁-C₆)-Alkyl-uracil, 5-(C₂-C₆)-Alkenyl-uracil, 5-(C₂-C₆)-Alkinyl-uracil, 5-(C₁-C₆)-Alkyl-cytosin, 5-(C₂-C₆)-Alkenyl-cytosin, 5-(C₂-C₆)-Alkinyl-cytosin, 5-Fluoruracil, 5-Fluorcytosin, 5-Chloruracil, 5-Chlorcytosin, 5-Bromuracil, 5-Bromcytosin.

Besonders bevorzugt ist der Ersatz durch 5-(C₃-C₆)-Alkyl-uracil, 5-(C₂-C₆)-Alkenyl uracil, 5-(C₂-C₆)-Alkinyl-uracil, 5-(C₁-C₆)-Alkyl-cytosin, 5-(C₂-C₆)-Alkenyl-cytosin, 5-(C₂-C₆)-Alkinyl-cytosin.

Ganz besonders bevorzugt ist der Ersatz durch 5-Pentinylcytosin, 5-Hexinyluracil, 5-Hexinylcytosin.

Von den obengenannten Modifikationen sind vor allem die Modifikationen aus den Gruppen a), b), c) und d), vor allem aus den Gruppen a) und d), insbesondere aus der Gruppe a) bevorzugt.

Zusätzlich können die erfindungsgemäßen Oligonucleotide beispielsweise am 3′- oder 5′-Ende mit Molekülen verbunden (konjugiert) sein, welche die Eigenschaften von Antisense-Oligonucleotiden oder von Tripelhelix bildenden Oligonucleotiden (wie beispielsweise Zellpenetration, Nucleaseabbau, Affinität zur Target-RNA/DNA, Pharmakokinetik) günstig beeinflussen. Beispiele sind Konjugate mit Poly-Lysin, mit Interkalatoren wie Pyren, Acridin, Phenazin, Phenanthridin, mit fluoreszierenden Verbindungen wie Fluorescein, mit Cross-Linkern wie Psoralen, Azidoproflavin, mit lipophilen Molekülen wie C₁₂-C₂₀-Alkyl, mit Lipiden wie 1 ,2-di-hexadecyl-rac glycerin, mit Steroiden wie Cholesterin oder Testosteron, mit Vitaminen wie Vitamin E, mit Poly- bzw. Oligo-ethylengylcol, mit (C₁₂-C₁₈)-Alkyl- Phosphatdiestern, mit -O-CH₂-CH(OH)-O-(C₁₂-C₁₈)-Alkyl. Bevorzugt sind Konjugate mit lipophilen Molekülen wie C₁₂-C₂₀-Alkyl, mit Steroiden wie Cholesterin oder Testosteron, mit Poly- oder Oligoethylenglykol, mit Vitamin E, mit Interkalatoren wie Pyren, mit (C₁₄-C₁₈)-Alkyl-Phosphatdiestern, mit -O-CH₂-CH(OH)-O-(C₁₂-C₁₆)- Alkyl.

Die Darstellung solcher Oligonucleotid-Konjugate ist dem Fachmann bekannt (s. z. B. Uhlmann & Peyman, Chem. Rev. 1990, 90, 543; M. Manoharan in Antisense Research and Applications", Crooke and Lebleu, Eds., CRC Press, Boca Raton, 1993, Chapter 17, S.303 ff, EP 0552766 A2).

Weiterhin können die erfindungsgemäßen Oligonucleotide am 3′ und/oder am 5′- Ende 3′-3′- und 5′-5′-Inversionen [beschrieben beispielsweise in M. Koga et al., J. Org. Chem. 56 (1991) 3757] tragen.

Gegenstand der Erfindung sind weiterhin Verfahren zur Herstellung der erfindungsgemäßen Verbindungen nach dem Fachmann bekannten Verfahren, insbesondere die chemische Synthese, die Verwendung der erfindungsgemäßen Verbindungen zur Herstellung eines Arzneimittels sowie ein Verfahren zur Herstellung eines Arzneimittels, das dadurch gekennzeichnet ist, daß man die erfindungsgemäßen Oligonucleotide mit einem physiologisch annehmbaren Träger sowie gegebenenfalls geeigneten Zusatz- und/oder Hilfsstoffen vermischt.

Ganz generell erstreckt sich die vorliegende Erfindung auch auf die Verwendung von therapeutisch wirksamen Oligonucleotiden zur Herstellung eines Arzneimittels, bei denen mindestens ein nichtenständiges Pyrimidin-Nucleosid modifiziert ist. Als therapeutisch wirksame Oligonucleotide versteht man im allgemeinen Antisense Oligonucleotide, Tripelhelix-bildende-Oligonucleotide, Aptamere (RNA oder DNA- Moleküle die an spezifische Zielmoleküle, z. B. Proteine oder Rezeptoren, binden können (z. B. L.C. Bock et al., Nature 1992, 355, 564) oder Ribozyme (katalytische RNA, s. z. B. Castanetto et al., Critical Rev. Eukar. Gene Expr. 1992, 2, 331), insbesondere Antisense-Oligonucleotide.

Darüberhinaus ist ein weiterer Gegenstand der vorliegenden Erfindung die Verwendung von Oligonucleotiden mit mindestens einem nichtendständigen und modifizierten Pyrimidin-Nucleosid als Diagnostikum, beispielsweise zur Detektion der Präsenz oder Absenz oder der Menge eines spezifischen doppelsträngigen oder einzelsträngigen Nucleinsäuremoleküls in einer biologischen Probe.

Die Oligonucleotide haben für die erfindungsgemäße Verwendung eine Länge von ca. 6-100, vorzugsweise von ca. 10-40, insbesondere von ca. 12-25 Nucleotiden. Ansonsten gelten auch hier die oben beschriebenen Vorzugsbereiche, Modifikationen bzw. Konjugationen.

Die Arzneimittel der vorliegenden Erfindung können beispielsweise zur Behandlung von Erkrankungen, die durch Viren hervorgerufen werden, beispielsweise durch HIV, HSV-1, HSV-2, Influenza, VSV, Hepatitis B oder Papilloma Viren, verwendet werden.

Erfindungsgemäße Antisense Oligonucleotide, die gegen solche Targets wirksam sind, sind beispielsweise:

a) gegen HIV, z. B. 5′-A*C*A*CC*CAAT*T*C*TGAAAA*T*G*G-3′ oder
5′-A*C*AC*C*CAA*TT*CT*GAAAA*T*G*G-3′ oder
5′-A*C*AC*CCAAT*T*C*TGAAAAT*G*G-3′ (I)5′-A*G*GT*CC*C*TGT*T*CGGGCGC*C*A-3′ oder
5′-A*G*GT*CC*C*TG*TT*CGGGCGC*C*A-3′ oder
5′-A*G*GT*CC*C*TGT*T*CGGGCGC*C*A-3′ (II)5′-G*T*CGA*CAC*CCAAT*TC*TGAAAAT*GGAT*A*A-3′ oder
5′-G*T*CGA*CAC*C*CAAT*TC*TGAAAAT*GGAT*A*A-3′ oder
5′-G*T*CGA*CAC*C*CAAT*TC*TGAAAAT*GGA*T*A*A-3′ oder
5′-G*T*C*GA*CAC*C*CAAT*T*C*TGAAAAT*GGAT*A*A-3′ (III)5′-G*C*TATGT*CGA*CACC*CAAT*T*C*T*GA*A*A-3′ oder
5′-G*C*TAT*GT*CGA*CACC*CAAT*T*C*T*GA*A*A-3′ oder
5′-G*C*TAT*GT*CGACAC*CC*AAT*TC*TGA*A*A-3′ oder
5′-G*C*TAT*GT*CGAC*AC*CC*AAT*TC*TGA*A*A-3′ oder
5′-G*C*TATGT*CGACAC*CC*AAT*TC*TGA*A*A-3′ (IV)5′-T*C*G*T*CGC*TGTC*T*C*CGCT*TCTTCTTCCT*G*C*C*A oder
5′-T*C*G*T*CGC*TGTC*T*C*CGCT*TCT*TCTTCCT*G*C*C*A oder
5′-T*C*G*T*CGC*TGT*C*T*C*CGCT*T*CT*TCTTCCT*G*C*C*A oder
5′-T*C*G*T*CGC*TGTC*T*C*CGCT*TCT*TC*T*TCCT*G*C*C*A oder
5′-T*C*G*T*CGC*TGT*C*T*C*CGCT*T*CT*T*CTTCCT*G*C*C*A oder
5′-T*C*GT*CGC*TGT*C*T*C*CGCT*T*CT*T*CT*TC*C*TGC*C*A (V)5′-C*T*GTCT*C*CGCT*TC*TT*CT*TC*CTGC*CATAGG*A*G oder
5′-C*T*GTCT*C*CGC*T*TCT*T*C*TT*CC*TGC*CATAGG*A*G oder
5′-C*T*GT*C*TCCGC*TT*C*TTC*T*TC*CTGC*CATAGG*A*G oder
5′-C*T*GTC*TCCGC*TT*C*T*TC*T*TC*CTGC*CATAGG*A*G (VI)
b) gegen HSV-1, z. B. 5′-G*C*GGGGCTCC*ATGGGGGT*C*G-3′ oder
5′-G*C*GGGGC*TCCA*TGGGGGT*C*G-3′ oder
5′-G*C*GGGGC*TC*C*A*TGGGGGT*C*G-3′ (VII)

Die Arzneimittel der vorliegenden Erfindung eignen sich beispielsweise auch zur Behandlung von Krebs. Beispielsweise können dabei Oligonucleotid-Sequenzen zum Einsatz kommen, die gegen Targets gerichtet sind, die für Krebsentstehung bzw. Krebswachstum verantwortlich sind. Solche Targets sind beispielsweise:

1) Nucleare Onkoproteine wie beispielsweise c-myc, N-myc, c-myb, c-fos, c- fos/jun, PCNA, p120
2) Cytoplasmische/Membran-assoziierte Onkoproteine wie beispielsweise EJ-ras, c- Ha-ras, N-ras, rrg, bcl-2, cdc-2, c-raf-1, c-mos, c-src, c-abl
3) Zelluläre Rezeptoren wie beispielsweise EGF-Rezeptor, c-erbA, Retinoid- Rezeptoren, Protein-Kinase regulatorische Untereinheit, c-fms
4) Cytokine, Wachstumsfaktoren, Extrazelluläre Matrix wie beispielsweise CSF-1, IL-6, IL-1a, IL-1b, IL-2, IL-4, bFGF, Myeloblastin, Fibronectin.

Erfindungsgemäße Antisense-Oligonucleotide, die gegen solche Targets wirksam sind, sind beispielsweise

a) gegen c-Ha-ras, z. B. 5′-C*A*GC*TG*CAAC*C*CA*G*C-3′ oder
5′-C*A*G*CTG*CAAC*CC*A*G*C-3′ oder
5′-C*A*G*CTGC*AAC*CC*A*G*C-3′ oder
5′-C*A*G*CTG*C*AAC*CC*A*G*C-3′ oder
5′-C*A*G*C*TG*CAAC*CC*A*G*C-3′ oder
5′-C*A*G*CT*GC*AAC*C*C*A*G*C-3′ (VIII)
c) c-myc, z. B. 5′-G*G*C*TGC*TGGAG*CGGGG*CAC*A*C-3′ oder
5′-G*G*CTGC*TGGAGCGGGGC*AC*A*C-3′ oder
5′-G*G*C*TGC*TGGAG*CGGGGC*A*C*A*C-3′ oder
5′-G*G*C*TGC*T*GGAG*C*GGGG*CAC*A*C-3′ (IX)5′-A*A*CGT*TGAGGGGC*A*T-3′ oder
5′-A*A*C*GT*TGAGGGG*C*A*T-3′ oder
5′-A*A*C*G*TT*GAGGGG*C*A*T-3′ (X)
d) c-myb, z. B. 5′-G*T*GC*CGGGGT*C*T*TCGG*G*C-3′ oder
5′-G*T*GC*CGGGGT*CT*T*CGG*G*C-3′ oder
5′-G*T*GC*C*GGGGT*CT*T*CGG*G*C-3′ oder
5′-G*T*G*CC*GGGGT*CT*T*CGG*G*C-3′ oder
5′-G*T*GC*CGGGG*TC*TT*CGG*G*C-3′ (XI)
e) c-fos, z. B. 5′-G*G*AGAAC*AT*CAT*GGT*CGAA*A*G-3′ oder
5′-G*G*AGAA*CAT*CAT*GGT*CGAA*A*G-3′ oder
5′-G*G*A*GAAC*AT*CAT*GGT*CGA*A*A*G-3′ oder
5′-G*G*AGAAC*A*T*CAT*GGT*CGAA*A*G-3′ oder
5′-G*G*AGAA*C*AT*C*A*TGGT*CGAA*A*G-3′ (XII)5′-C*C*C*GAGAA*CAT*CAT*GGT*CGA*A*G-3′ oder
5′-C*C*CGAGAAC*AT*CA*TGGT*CGA*A*G-3′ (XIII)5′-G*G*GGAAAGC*C*CGG*CAAGG*G*G-3′ oder
5′-G*G*GGAAAGC*CC*GGC*AAGG*G*G-3′ (XIV)
f) p120, z. B. 5′-C*A*C*CC*GC*CT*TGGCCT*CC*C*A*C-3′ oder
5′-C*A*C*C*C*GCC*T*TGGCC*TCC*C*A*C-3′ oder
5′-C*A*CC*C*GC*CT*TGGCCT*C*CC*A*C-3′ oder
5′-C*A*C*CCGCCT*TGGCCT*CC*C*A*C-3′ oder
5′-C*A*C*CCGC*CT*TGGCC*TCC*C*A*C-3′ (XV)
g) EGF-Rezeptor, z. B. 5′-G*G*GAC*T*C*CGG*CG*CAGC*G*C-3′ oder
5′-G*G*GA*CT*C*CGG*CG*CAGC*G*C-3′ oder
5′-G*G*GACT*C*CGG*CG*CAGC*G*C-3′ (XVI)5′-G*G*CAAACT*T*TCTT*T*TCCT*C*C-3′ oder
5′-G*G*CAAAC*TT*T*CTT*TTCC*T*C*C-3′ oder
5′-G*G*CAAAC*T*TTC*TT*TTCC*T*C*C-3′ oder
5′-G*G*CAAAC*T*TTCT*TT*TC*CT*C*C-3′ (XVII)
h) p53 Tumorsuppressor, z. B. 5′-G*G*GAAGGAGGAGGAT*GA*G*G-3′ oder
5′-G*G*G*AAGGAGGAGGA*TG*A*G*G-3′ (XVIII)5′-G*G*CAGT*CAT*C*CAGC*TT*CGG*A*G-3′ oder
5′-G*G*CAGT*CAT*CCAGC*TT*CGG*A*G-3′ oder
5′-G*G*CAG*TC*A*TC*CAG*CT*TCGG*A*G-3′ (XIX)

Die Arzneimittel der vorliegenden Erfindung eignen sich beispielsweise ferner zur Behandlung von Erkrankungen, die durch Integrine oder Zell-Zell- Adhäsionsrezeptoren beeinflußt werden, beispielsweise durch VLA-4, VLA-2, ICAM oder ELAM.

a) VLA-4, z. B. 5′-G*C*AG*TAAGC*AT*C*CAT*A*T*C-3′ oder
5′-G*C*AG*TAAG*CAT*C*CAT*A*T*C-3′ (XX)
b) ICAM, z. B. 5′-C*C*CCCAC*CACT*T*C*CCCTC*T*C-3′ oder
5′-C*C*C*CCAC*CACT*T*C*CCCT*C*T*C-3′ oder
5′-C*C*C*CCA*CC*ACT*T*C*CCC*T*C*T*C-3′ (XXI)5′-C*T*C*CCCCAC*CACT*TCCC*C*T*C-3′ oder
5′-C*T*C*C*CCCAC*CACT*TCC*C*C*T*C-3′ (XXII)5′-G*C*TGGGAGC*CA*TAG*CGA*G*G-3′ oder
5′-G*C*TGGGAGC*CAT*AG*C*GA*G*G-3′ (XXIII)
c) ELAM-1, z. B. 5′-A*C*TGC*TGC*CT*CT*TGT*CT*CA*G*G-3′ oder
5′-A*C*TGCTGC*CT*CT*TGT*CTCA*G*G-3′ (XXIV)5′-C*A*AT*CAAT*GAC*TT*CAAGAGT*T*C-3′ oder
5′-C*A*ATCAAT*GAC*TT*CAAGAGT*T*C-3′ (XXV)

Die Arzneimittel können z. B. in Form von pharmazeutischen Präparaten, die man oral, z. B. in Form von Tabletten, Dragees, Hart- oder Weichgelatinekapseln, Lösungen, Emulsionen oder Suspensionen verabreichen kann, verwendet werden. Sie können auch rektal z. B. in Form von Suppositorien oder parenteral z. B. in Form von Injektionslösungen verabreicht werden. Für die Herstellung von pharmazeutischen Präparaten können diese Verbindungen in therapeutisch inerten organischen und anorganischen Trägern verarbeitet werden. Beispiele von solchen Trägern für Tabletten, Dragees und Hartgelatinekapseln sind Laktose, Maisstärke oder Derivate davon, Talg und Stearinsäure oder Salze davon. Geeignete Träger für die Herstellung von Lösungen sind Wasser, Polyole, Saccharose, Invertzucker und Glucose. Geeignete Träger für Injektionslösungen sind Wasser, Alkohole, Polyole, Glycerol und pflanzliche Öle. Geeignete Träger für Suppositorien sind pflanzliche und gehärtete Öle, Wachse, Fette und halbflüssige Polyole. Die pharmazeutischen Präparate können auch Konservierungsmittel, Lösemittel, Stabilisierungsmittel, Netzmittel, Emulgatoren, Süßstoffe, Farbstoffe, Geschmacksmittel, Salze zur Veränderung des osmotischen Drucks, Puffer, Überzugsmittel, Antioxidantien, sowie ggf. andere therapeutische Wirkstoffe enthalten.

Eine bevorzugte Form der Verabreichung ist die Injektion. Hierzu werden die Antisense-Oligonucleotide in einer flüssigen Lösung, vorzugsweise in einem physiologisch annehmbaren Puffer, wie z. B. Hank′s Lösung oder Ringer′s Lösung, formuliert. Die Antisense-Oligonucleotide können aber auch in fester Form formuliert werden und vor dem Gebrauch gelöst oder suspendiert werden. Die für die systematische Verabreichung bevorzugten Dosierungen betragen ca. 0,01 mg/kg bis ca. 50 mg/kg Körpergewicht und Tag.

Die folgenden Beispiele sollen nun die Erfindung näher erläutern:

Beispiel 1 Oligonucleotidsynthese

Unmodifizierte Oligonucleotide wurden auf einem automatischen DNA Synthesizer (Applied Biosystems Model 380B oder 394) unter Anwendung der Standard Phosphoramidit-Chemie und Oxidation mit Jod synthetisiert. Zur Einführung von Phosphorthioat-Brücken in gemischten Phosphorothioaten und Phosphodiester Oligonucleotiden wurde anstelle von Jod mit TETD (Tetraethylthiuramdisulfid) oxidiert (Applied Biosystems User Bulletin 65). Nach Abspaltung vom festen Träger (CPG oder Tentagel) und Entfernung der Schutzgruppen mit konz. NH₃ bei 55°C während 18h, wurden die Oligonucleotide zunächst durch Butanol-Fällung (Sawadogo, Van Dyke, Nucl. Acids Res. 19 (1991) 674 ) gereinigt. Anschließend wurde das Natriumsalz erhalten durch Ausfällung aus einer 0.5 M NaCl Lösung mit 2.5 Volumenteilen Ethanol.

Die Analyse der Oligonucleotide erfolgte durch

a) Analytische Gelelektrophorese in 20% Acrylamid, 8M Harnstoff (pH 7.0) und/oder
b) HPLC-Analyse: Waters GenPak FAX, Gradient CH₃CN (400ml), H₂O (1 .61), NaH₂PO₄ (3.1g), NaCl (11.7g), pH6.8 (0.1M an NaCI) nach CH₃CN (400ml), H₂O (1.61), NaH₂PO₄ (3.1g), NaCl (175.3g), pH6.8 (1.5M an NaCl) und/oder
c) Kapillargelelektrophorese Beckmann Kapillare eCAP^TM, U100P Gel Column, 65 cm length, 100 mm l.D., window 15 cm from one end, Puffer 140 µM Tris, 360mM Borsäure, 7M Harnstoff und/oder
d) Elektrospray Massenspektroskopie

Die Analytise der Oligonucleotide ergab, daß diese jeweils in einer Reinheit von größer 90% vorlagen.

Die Strukturen der synthetisierten Oligonucleotide sind in Tabelle 1 dargestellt.

Beispiel 2

Untersuchung der antiviralen Aktivität von Prüfsubstanzen gegen Herpesviren in vitro
Die antivirale Aktivität der Prüfsubstanzen gegen verschiedene humanpathogene Herpesviren wird im Zellkulturtestsystem untersucht.

Für den Versuch werden Affennierenzellen (Vero, 2×10⁵/ml) in serumhaltigem Dulbecco′s MEM (5% Fötales Kälberserum FCS) in 96-Napf-Mikrotiterplatten ausgesät und 24 h bei 37°C und 5% CO₂ inkubiert. Das serumhaltige Medium wird dann abgesaugt und die Zellen werden zweimal mit serumfreiem Dulbecco′s MEM (-FCS) überspült.

Die Testsubstanzen werden in H₂O auf eine Konzentration von 600 µM vorverdünnt und bei -18°C aufbewahrt. Für den Test erfolgen weitere Verdünnungsschritte in Dulbecco′s Minimal Essential Medium (MEM). Je 100 µl der einzelnen Prüfsubstanzverdünnungen werden zusammen mit 100 µl serumfreiem Dulbecco′s MEM (-FCS) zu den gespülten Zellen gegeben.

Nach 3 h Inkubation bei 37°C und 5% CO₂ werden die Zellen mit Herpes simplex Virus Typ 1 (ATCC VR733, HSV-1 F-strain) oder mit Herpes simplex Virus Typ 2 (ATCC VR734, HSV-2 G-Strain) infiziert in Konzentrationen, bei denen der Zellrasen innerhalb von 3 Tagen vollkommen zerstört wird. Bei HSV-1 beträgt die Infektionsstärke 500 Plaque-bildende Einheiten (PFU) pro Napf, bei HSV-2 350 PFU/Napf. Die Versuchsansätze enthalten dann Prüfsubstanz in Konzentrationen von 80 µM bis 0,04 µM in MEM, ergänzt durch 100 U/ml Penicillin G und 100 mg/l Streptomycin. Alle Versuche werden als Doppelbestimmung durchgeführt mit Ausnahme der Kontrollen, die achtfach je Platte durchgeführt werden.

Die Versuchsansätze werden 17 h bei 37°C und 5% CO₂ inkubiert. Die Cytotoxizität der Prüfsubstanzen wird nach 20 h Gesamtinkubationszeit durch mikroskopische Begutachtung der Zellkulturen bestimmt. Als Dosis tolerata maxima (DTM) wird die höchste Präparatkonzentration bezeichnet, die unter den genannten Versuchsbedingungen noch keine mikroskopisch erkennbaren Zellschädigungen hervorruft.

Es erfolgt daraufhin die Zugabe von FCS auf eine Endkonzentration von 4% mit weiterer Inkubation für 55 h bei 37°C und 5% CO₂. Die unbehandelten Infektionskontrollen zeigen dann einen kompletten cytopathischen Effekt (CPE). Nach mikroskopischer Begutachtung der Zellkulturen werden diese dann mit Neutralrot entsprechend dem Vitalfärbungsverfahren nach Finter (1966) angefärbt. Die antivirale Aktivität einer Testsubstanz wird definiert als minimale Hemmkonzentration (MHK), die benötigt wird, um 30-60% der Zellen vor dem virusbedingten cytopathogenen Effekt zu schützen.

Tabelle 1: Aktivität von verschieden modifizierten Antisense-Oligonucleotiden gegen HSV-1 in Zellkultur (Angaben MHK und DTM in µM). Die durch eine Phosphorothioatbrücke (P=S) ersetzte Phosphodiesterbindungen wurden in der Sequenz mit * markiert;

Claims

1. Oligonucleotide der Formel ACACCCAATTCTGAAAATGG (I)AGGTCCCTGTTCGGGCGCCA (II)GTCGACACCCAATTCTGAAAATGGATAA (III)GCTATGTCGAACACCCAATTCTGAAA (IV)TCGTCGCTGTCTCCGCTTCTTCTTCCTGCCA (V)CTGTCTCCGCTTCTTCTTCCTGCCATAGGAG (VI)GCGGGGCTCCATGGGGGTCG (VII)CAGCTGCAACCCAGC (VIII)GGCTGCTGGAGCGGGGCACAC (IX)AACGTTGAGGGGCAT (X)GTGCCGGGGTCTTCGGGC (XI)GGAGAACATCATGGTCGAAAG (XII)CCCGAGAACATCATGGTCGAAG (XIII)GGGGAAAGCCCGGCAAGGGG (XIV)CACCCGCCTTGGCCTCCCAC (XV)GGGACTCCGGCGCAGCGC (XVI)GGCAAACTTTCTTTTCCTCC (XVII)GGGAAGGAGGAGGATGAGG (XVIII)GGCAGTCATCCAGCTTCGGAG (XIX)GCAGTAAGCATCCATATC (XX)CCCCCACCACTTCCCCTCTC (XXI)CTCCCCCACCACTTCCCCTC (XXII)GCTGGGAGCCATAGCGAGG (XXIII)ACTGCTGCCTCTTGTCTCAGG (XXIV)CAATCAATGACTTCAAGAGTTC (XXV)dadurch gekennzeichnet, daß mindestens ein nichtendständiges Pyrimidin- Nucleosid modifiziert ist.

2. Oligonucleotide nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß 2-10 nichtendständige Pyrimidin-Nucleoside modifiziert sind.

3. Oligonucleotide nach Anspruch 1 oder 2, dadurch gekennzeichnet, daß die Oligonucleotide zusätzlich am 5′- und/oder 3′-Ende modifiziert sind.

4. Oligonucleotide nach mindestens einem der Ansprüche 1-3, dadurch gekennzeichnet, daß ein oder mehrere Gruppen von mindestens 1-4 miteinander verbundenen Nukleotiden nicht modifiziert sind.

5. Oligonucleotide nach mindestens einem der Ansprüche 1-4, dadurch gekennzeichnet, daß die Modifikation definiert ist als

a) Ersatz mindestens einer 3′- und/oder 5′-Phosphorsäurediesterbindung benachbarter Nucleotide und/oder
b) Dephosphobindung benachbarter Nucleotide und/oder
c) Ersatz mindestens eines Zuckerrestes und/oder
d) Ersatz mindestens eines natürlich vorkommenden Nucleosides.

6. Oligonucleotide nach Anspruch 5, dadurch gekennzeichnet, daß die Modifikation definiert ist als

a) eine Phosphorothioat-, Phoshorodithioat-, NR¹R²-Phosphoramidat-, Boranophosphat-, Phosphat-(C₁-C₂₁)-O-Alkylester, Phosphat-[(C₆-C₁₂)Aryl- (C₁-C₂₁)-O-Alkyl]ester, 2,2,2-TrichlorodimethyIethylphosphonat-, (C₁-C₈)Alkylphosphonat-, (C₆-C₁₂)-Arylphosphonat-Bindung benachbarter Nucleotide darstellt, wobei

R¹ und R² unabhängig voneinander für Wasserstoff oder für C₁-C₁₈-Alkyl, C₆-C₂₀-Aryl, (C₆-C₁₄)-Aryl-(C₁-C₈)-alkyl, -(CH₂)_c[NH(CH₂)_c]_d-NR³R³ steht,
worin c eine ganze Zahl von 2 bis 6 und d eine ganze Zahl von 0 bis 6 ist, und R³ unabhängig voneinander Wasserstoff, oder C₁-C₆-Alkyl oder C₁-C₄- Alkoxy-C₁-C₆-alkyl ist, steht oder
R¹ und R² bilden zusammen mit dem sie tragenden Stickstoffatom einen 5- 6-gliedrigen heterocyclischen Ring, der gegebenenfalls zusätzlich ein weiteres Heteroatom aus der Reihe O, S, N enthalten kann,

b) eine Formacetal-, 3′-Thioformacetal-, Methylhydroxylamin-, Oxim-, Methylendimethylhydrazo-, Dimethylensulfon-, Silyl-Bindung benachbarter Nucleotide,
c) Ersatz des Zuckerphosphat-Rückgrats durch "Morpholinonucleosid"- Oligomere oder
d) Ersatz der β-D-2′-Desoxyribose, durch α-D-2′-Desoxyribose, L-2′- Desoxyribose, 2′-F-2′-Desoxyribose, 2′-O-(C₁-C₆)Alkyl-Ribose, 2′-O-(C₂- C₆)Alkenyl-Ribose, 2′-NH₂-2′-desoxyribose, β-D-Xylofuranose, α- Arabinofuranose, 2,4-Dideoxy-β-D-erythro-hexo-pyranose, carbocyclische oder offenkettige Zuckeranaloga oder Bicyclo-Zuckeranaloga,
e) Ersatz der natürlichen Nucleosid-Basen durch 5-(Hydroxymethyl)uridin, 5- Aminouridin, Pseudouridin, Dihydrouridin, 5-(C₁-C₆)-Alkyl-uridin, 5-(C₁-C₆)- Alkenyl-uridin, 5-(C₁-C₆)-Alkinyl-uridin, 5-(C₁-C₆)-Alkyl-cytidin, 5-(C₁-C₆)- Alkenyl-cytidin, 5-(C₁-C₆)-Alkinyl-cytidin, 5-Fluoruridin, 5-Fluorcytidin, 5- Chloruridin, 5-Chlorcytidin, 5-Bromuridin oder 5-Bromcytidin.

7. Verfahren zur Herstellung der Oligonucleotide nach mindestens einem der Ansprüche 1-6, dadurch gekennzeichnet, daß sie chemisch synthetisiert werden.

8. Verfahren zur Herstellung eines Arzneimittels, dadurch gekennzeichnet, daß mindestens ein Oligonucleotid nach einem der Ansprüche 1-6 mit einem physiologisch annehmbaren Träger sowie gegebenenfalls geeigneten Zusatz- und/oder Hilfsstoffen vermischt wird.

9. Verwendung der Oligonucleotide nach einem der Ansprüche 1-6 zur Herstellung eines Arzneimittels.

10. Verwendung von Oligonucleotiden zur Herstellung eines Arzneimittels oder eines Diagnostikums, dadurch gekennzeichnet, daß mindestens ein nichtendständiges Pyrimidin-Nucleosid modifiziert ist.

11. Verwendung nach Anspruch 10, dadurch gekennzeichnet, daß 2-10 nichtendständige Pyrimidin-Nucleoside modifiziert sind.

12. Verwendung nach Anspruch 10 oder 11, dadurch gekennzeichnet, daß die Oligonucleotide zusätzlich am 5′- und/oder 3′-Ende modifiziert sind.

13. Verwendung nach mindestens einem der Ansprüche 10-12, dadurch gekennzeichnet, daß ein oder mehrere Gruppen von mindestens 1-4 miteinander verbundenen Nucleotiden nicht modifiziert sind.

14. Verwendung nach mindestens einem der Ansprüche 10-13, dadurch gekennzeichnet, daß die Modifikation gemäß Anspruch 5 oder 6 definiert ist.

15. Verwendung nach mindestens einem der Ansprüche 10-14, dadurch gekennzeichnet, daß die Oligonucleotide ca. 6-100 Nucleotide lang sind.