DE60019176T2

DE60019176T2 - Implantierbare medizinische Vorrichtung mit verbesserter Biokompatibilität und Biostabilität

Info

Publication number: DE60019176T2
Application number: DE60019176T
Authority: DE
Inventors: Brian C.A. Roseville Fernandes; Maura G. St. Paul Donovan; Randall V. Andover Sparer; Jesus W. Brooklyn Park Casas-Bejar; Mark W. San Juan Capistrano Torrianni
Original assignee: Medtronic Inc
Current assignee: Medtronic Inc
Priority date: 1999-01-29
Filing date: 2000-01-28
Publication date: 2005-09-22
Anticipated expiration: 2020-01-29
Also published as: ES2239948T3; EP1023879A3; EP1023879B1; DE60019176D1; DK1023879T3; ATE292430T1; US7658727B1; EP1023879A2; PT1023879E

Description

Diese Erfindung betrifft im allgemeinen medizinische implantierbare Geräte, insbesondere implantierbare Infusionspumpen, mit erhöhter Biokompatibilität und Biostabilität.
Herzklappenfehler fallen in zwei Hauptkategorien: erworbene oder angeborene. In beiden Fällen ist die Klappe und/oder der subvalvuläre Apparat beschädigt. Beschädigung dieser Strukturen kann zu Klappen führen, die entweder inkompetent oder stenotisch werden. Inkompetente Klappen leiden an degenerativen Veränderungen, die zu einer Vergrößerung des Klappenanulus führen. Die Vergrößerung des Anulus treibt die Klappensegel auseinander. Wenn die Segel weiter auseinander geraten, treffen die Segel sich nicht richtig, was eine unvollständige Segel-Koaptation verursacht. Diese Unfähigkeit, richtig zu schließen, resultiert in einem fehlerhaften Blutfluss durch das Herz und benötigt möglicherweise operative Berichtigung durch entweder Klappenkorrektur oder -austausch. Die Klappenkorrektur, auch bekannt als valvuläre Anuloplastie, schließt das Korrigieren des Klappenanulus durch Verstärken der Struktur mit einer ringförmigen Vorrichtung oder Band hergestellt aus Stoffmaterialien ein. Durch richtige Größeneinstellung und Einrichtung der Vorrichtung, bekannt als Anuloplastie-Ring, kann der Operateur den originalen, nicht geweiteten Umfang des Klappenanulus wiederherstellen. Diese anuläre Restauration wird die Segel zu einer korrekten Anordnung zurück bringen und die Klappenfähigkeit wiederherstellen.
Stenotische Klappen sind Klappen, bei denen die Klappensegel ihre Fähigkeit, sich frei bewegen zu können, verloren haben. Außer dass sie Rückfluss durch die Klappe erlauben, weisen stenotische Klappen eine Abnahme des Klappenöffnungsbereichs auf. Die Abnahme des Öffnungsbereichs erzeugt hohe transvalvuläre Druckgradienten. Dieser Umstand zwingt das Herz dazu, stärker zu arbeiten. Das Ergebnis ist eine Vergrößerung der Ventrikel. Operative Verfahren, um solche Zustände zu korrigieren, erfordern einen Klappenaustausch.
Momentan gibt es zwei Typen prothetischer Klappen, die für den Austausch versagender Klappen verwendet werden können: 1) mechanische und 2) bioprothetische.
Mechanische Klappen sind aus nichtbiologischen Materialien hergestellte Klappen, die aus einem Klappengehäuse, einem Fluss-Verschluss (Occluder) und einem Nahtring bestehen. Bioprothetische Klappen bestehen aus einem Gehäuse (bekannt als 'Stent'), einem Fluss-Occluder (gewöhnlich Perikard oder aortisches Wurzelgewebe tierischen Ursprungs, des chemisch konseviert wurde) und einem Nahtring. Wie die Anuloplastie-Ringe bestehen die Nahtringe mechanischer und bioprothetischer Klappen aus Polyester-Stoffmaterial, aufgebaut entweder in gestrickter oder gewobener Gestaltung. Die Gestaltung des Stoffs erlaubt die zelluläre Infiltration in die Zwischenräume des Stoffgewebes, was der Prothese erlaubt, "einzuheilen". Der "Einheilungs"-Prozess erzeugt eine biologische Oberfläche die nichtthrombogen ist und als Barriere für transvalvuläre Lecks wirkt.
Historisch wurde Polyester als Stoffmaterial ausgewählt aufgrund der Heilungsreaktion, die es auslöst. Polyester wurde auch gewählt, weil es chemisch inert und resistent gegen enzymatischen Abbau ist. Wie auch immer, die Implantation dieses nichtresorbierbaren Materials verändert die Mikroumgebung des Gewebes, in das es implantiert wird, dauerhaft. Zum Zeitpunkt der Implantation durchläuft das Gewebe des Klappenanulus ein Trauma durch die Klappenentfernung, die Wegpräparation beschädigten und/oder mineralisierten Gewebes, handhabende, größeneinstellende und vernähende Tätigkeiten. Das Traume resultiert in der Bildung einer Wunde, mit Heilung der Wunde einschließlich einer inflammatorischen Antwort. Art und Umfang der inflammatorischen Antwort hängen von der Größe des Wundbetts genauso ab wie von der Art des in die Wunde implantierten Materials. Das Ergebnis kann eine unvollständige oder fehlerhafte Heilung sein.
Vereinfacht ist die inflammatorische Antwort in zwei Phase aufgeteilt, eine akute Phase und eine chronische Phase. Alle Details der Ereignisse jeder Phase sind gut dokumentiert durch Skankar u.a. (Kapitel 5, "Inflammation and Biomaterials" in Implantation Biology, Host Response and Biomedical Devices, Ralph S. Greco (hrsg.), CRC Press, Inc., Boca Raton, FL, 1994, 68–80). Wenn die akute inflammatorische Antwort nicht vollständig beseitig wird, kann sie sich zur chronische Phase weiterentwickeln. Die Folgen von Ereignissen der chronischen Entzündungsantwort können zu ernsthaften Komplikationen der Klappenfunktion führen. Während der Ablagerung von Entzündungszellen und der Akkumulierung von zellulären und proteinösen Blutbestandteilen wird ein fibröser Mantel gebildet (Wirtsursprungs), bekannt als Pannus. Dieses fibröse Gewebe entwickelt sich als eine Verlängerung des Gewebes, das den Nahtring heilt. Im Fall der bioprothetischen Gewebeklappen wäre der resultierende Pannus weiter gewachsen, falls die inflammatorische Antwort nicht beendet worden wäre, wobei sich das vorrückende fibröse Gewebe auf die Segel ausgebreitet hätte, was eine Stenose und/oder In kompetenz verursacht hätte. Zusätzlich zur Verursachung einer Stenose durch die Hemmung der Segelfunktion wurde gezeigt, dass das Gewebeüberwachstum das Zurückziehen der Segel in perikardialen Klappen auslöst, was zu einer klinisch relevanten Regurgiation führt. Blut-Stasis oder -ansammlung ('Pooling') ist ein anderes Ergebnis schadhafter Segel. Der Fortschritt der Klappendysfunktion bei Bioprothesen ist patientenabhängig und steht im Zusammenhang mit der Aggressivität der inflammatorischen Antwort des Patienten auf das Implantat. Der Fortschritt der Heilung für Empfänger mechanischer Klappen ist ähnlich zu dem, der mit bioprothetischen beobachtet wird, aber kann sogar ernstere Konsequenzen haben. Gewebewachstum auf der Klappe kann den Occluder blockieren, was ein katastrophales Versagen der Klappe verursacht. So haben Ersatzklappen, ob bioprothetisch oder mechanisch, oft Unzulänglichkeiten, die ihre Entfernung notwendig machen können. Wegen des überschwänglichen Pannuswachstums in und auf den Nahtring dieser Klappen erfordert die Entfernung der Klappen jedoch eine umfangreiche Präparation, was nachfolgende Operationen sogar schwieriger macht.
Medizinische Vorrichtungen, die Polymere enthalten, sind dafür bekannt, dass sie therapeutische Substanzen für die Weitergabe an umgebendes Gewebe einschließen. Beispielsweise wurden Stents mit polymeren Beschichtungen oder Filmen entworfen, die eine breite Auswahl therapeutischer Substanzen aufnehmen, so wie antiinflammatorische Substanzen, antithrombogene Substanzen und antiproliferative Substanzen, für eine breite Auswahl an Zwecken. Antimikrobielle Verbindungen wurden für die anhaltende Freigabe in umgebendes Gewebe in polymeren Teilen medizinischer Vorrichtungen eingeschlossen, um die Infektionswiderstandskraft zu verstärken. In medizinische elektrische Leitungen wurden Steroide eingeschlossen, in oder an der Spitzenelektrode der Leitung, um die Quellenimpedanz sowie die untere Spitze und chronische Reizschwellen zu reduzieren. Bis heute wurde jedoch nicht festgestellt, dass antiinflammatorische Substanzen für die Verbesserung der Biokompatibilität und/oder Biostabilität von Biomaterialien brauchbar sind, die in implantierbaren medizinischen Vorrichtungen verwendet werden, im besonderen solche, die entfernt werden müssen können.
Das Polyesterstoffgewebe, das typischerweise für die Herstellung der Nahtringe prothetischer Klappen genauso wie von Anuloplastie-Ringen und Stent-Überzüge verwendet wird, ist naturgemäß thrombogen und inflammatorisch. Es ist dafür bekannt, Komplement- und Koagulationskaskaden zu aktivieren, und hat eine höhere Neigung zur Plättchenablagerung und Thrombusbildung vor der Heilung und Gewebeeinlagerung gezeigt. Es wurde postuliert, dass die Thromboreaktivität des Nahtringmaterials die Hauptschuldige für das hohe Auftreten Thromboembolie-verwandter Phänomene ist, die in der frühen postoperativen Periode beobachtet werden (T. Orszulak u.a., 8th Annu. Meeting Eur. Assoc. Cardiacthoracic Surg. 1994:98; P. Perier u.a., in E Bodner u.a., Eds., Biologic and Bioprosthetic Valves, York Medical Books, 1986: 511–520).
Es hat zahlreiche Versuche gegeben, Polyester zum Zwecke der Verbesserung seiner in-vivo Funktion zu behandeln. Die meisten fokussierten sich auf die Reduzierung der Thromboreaktivität von Polyester in der Hoffnung, dass die Heilungsreaktion beschleunigt sein würde, wodurch ein weiterer Kontakt mit Blutelementen verhindert würde. Beispiele schließen ein: Albumin-Imprägnierung, Kohlenstoffbeschichtung, Vorverklumpung des Polyesterstoffgewebes, Zellsaat, synthetische Peptidanhänge, Anhang basischen Fibroblasten-Wachstumsfaktoren (bFGF), bFGF und Heparin enthaltende Fibrinbeschichtung sowie Polyurethanbeschichtung.
Idealerweise sollten medizinische Implantate gut einheilen, ohne exzessives Gewebeüberwachstum, und die Schaffung eines glatten neointimalen Übergangs zwischen Wirt und Prothese erlauben. Die Reduzierung der inflammatorischen Antwort auf poröse Materialien, wie Polyesterstoffgewebe, wäre ein wichtiger Schritt in Richtung kompletter Heilung operativer Implantate ohne die langfristigen Konsequenzen von Stenosis, Rückfluss oder katastrophalen Versagens.
Viele der folgenden Listen von Patenten und Nichtpatent-Dokumenten veröffentlichen Informationen, die im Zusammenhang mit antiinflammatorischen Substanzen enthaltende medizinischen Vorrichtungen stehen, insbesondere Steroide. Andere in den folgenden Listen stellen einen Zusammenhang zwischen inflammatorischen Antworten und Polyesterstoffgeweben, wie Dacron^TM, her; wieder andere stehen allgemein im Zusammenhang mit Biomaterialien und humanen Antwortmechanismen.
Tabelle 1a. Patente
Tabelle 1b Nicht-Patent Dokumente
Eine implantierbare medizinische Vorrichtung, die eine Schicht einer antiinflammatorischen Substanz auf ihrer Oberfläche angeordnet hat sowie eine Polyesterschicht, die über der ersten besagten Schicht positioniert ist, wird in der Druckschrift WO-A-9836784 beschrieben.
Die vorliegende Erfindung ist auf die Erhöhung der Biokompatibilität und/oder Biostabilität implantierbarer Infusi onspumpen gerichtet. Um dies zu erreichen, umfasst die vorliegende Erfindung nicht die Modifizierung der Chemie der Bestandteilmaterialien der Vorrichtungen, vielmehr umfasst sie die Verwendung antiinflammatorischer Substanzen als Modulatoren der biologischen Antwort, um die Wirtsantwort auf die Bestandteilmaterialien zu kontrollieren.
Der Begriff "biostabil" wird hier mit Verweis auf die chemische und physikalische Stabilität eines Materials während der Implantation in lebendes Gewebe verwendet. Spezifischer bezieht er sich auf die Resistenz gegen degradierende Phänomene, denen das Material während der akuten und chronischen Wirtsantwort ausgesetzt ist (z.B. Entzündung). Im Kontext der vorliegenden Erfindung umfasst die Verbesserung der Biostabilität eines Materials nicht die Änderung der Chemie des Materials; vielmehr fokussiert sie auf eine Abregulation der zellulären Antwort auf das Material. So wie hier verwendet bezieht sich Biostabilität auf die Effekte von Zellen und Geweben auf Materialien.
Der Begriff "biokompatibel", wie hier verwendet, verweist auf den Grad der Wirtsantwort, der durch ein Material auf die Implantation erzeugt wird. Typischerweise wird dies durch Bewertung des inflammatorischen Phänomens ausgewertet, insbesondere in umgebenden Geweben. Weniger Entzündung oder biologische Störung lässt auf eine bessere Biokompatibilität schließen und umgekehrt. So wie hier verwendet, bezieht sich Biokompatibilität auf die Effekte von Materialien auf Zellen und Gewebe.
Verschiedene Verkörperungen der vorliegenden Erfindung werden beabsichtigt, um eine oder mehrere der folgenden Ziele zu erfüllen: die Verstärkung der Biokompatibilität des Materials; die Verstärkung der Biostabilität des Materials; Reduzierung der akuten Entzündung; Reduzierung der chroni schen Entzündung; und die Reduzierung der Bildung fibrösen Gewebes (z.B. reduzierte Gewebeeinkapselung oder Pannus). Die vorliegende Erfindung versucht ausdrücklich, die inflammatorische Wirtsantwort auf eine implantierte Infusionspumpe zu minimieren.
Die vorliegende Erfindung hat einige Vorteile gegenüber implantierbaren Vorrichtungen nach dem vorherigen Stand der Technik, einschließlich kontrollierter Heilung, eines minimalen Pannus-Wachstums, einer länger anhaltenden Segelfunktion, eines erniedrigten Risikos einer Infektion, eines erniedrigten Risikos einer Thrombusbildung und Embolisierung sowie einer erhöhten Klappenhaltbarkeit. Die Reduzierung der akuten inflammatorischen Antwort auf implantierbare Vorrichtungen hat einen vorteilhaften Effekt auf die chronische inflammatorische Antwort. Wenn die postoperative inflammatorische Antwort in der Lage ist, sich selbst in der akuten Phase aufzulösen, kann eine echte Heilung des operativen Transplantats eintreten ohne die langfristigen Konsequenzen der Stenosis, Rückfluss oder katastrophalem Versagen. Die Kontrolle der Heilungsreaktion verhindert oder reduziert die zerstörerischen Effekte der Pannusbildung auf Klappenfunktion und -haltbarkeit.
Implantierbare medizinische Vorrichtungen der Erfindung schließen wiederbefüllbare Medikamentenpumpen für langfristige, dauerhafte Medikamentenversorgung, so wie das SynchroMed^® implantierbare Infusionssystem (Medtronic, Inc., Minneapolis, MN) ein. Eine implantierbare Vorrichtung der Erfindung hat eine Körpergewebe- oder -flüssigkeits-kontaktierende Oberfläche (einen "Überzug") mit einem Stoffgewebe, das die Form eines Beutels haben kann, so dass das Stoffgewebe in Kontakt mir Körpergewebe oder -flüssigkeiten, so wie Blut, ist. Ein Stoffgewebe ist per Definition porös und kann gewebt oder gestrickt sein. Ein Stoffgewebe besitzt eine raue oder strukturierte Oberfläche, was vorteilhaft ist, weil eine strukturierte Oberfläche die Heilungsantwort erleichtert. Ein biostabiles Polyesterstoffgewebe wird bei der vorliegenden Erfindung für den Gebrauch besonders bevorzugt.
Die implantierbare Vorrichtung schließt darüber hinaus, unter dem Stoffgewebeüberzug, ein Körperteil ein, dass als physikalische Unterstützung dient. Das Körperteil verleiht der Vorrichtung mechanische Stärke und stellt eine Struktur oder ein Gerüst bzw. Rahmenwerk zu Verfügung, um der Vorrichtung Form und Gestalt zu geben. Das Körperteil ist nicht auf ein besonderes konstituierendes Material begrenzt, und es kann porös oder nichtporös sein, biologisch abbaubar oder biostabil, flexibel oder unflexibel, wie durch die beabsichtigte Verwendung indiziert. Es kann beispielsweise eines oder mehrere eines Polymers, eines Metalls, einer metallischen Legierung, eines Körpergewebes (z.B. Pericard, Fascia Lata, Dura mater, intestinale Mucosa), eines Kollagenschwamms oder -gels, oder einer synthetische Peptidmischungen oder -gele umfassen. Das Körperteil der Vorrichtung kann beispielsweise die Form einer Unterlage, Struktur oder Einlage annehmen. Es versteht sich, dass der Überzug aus Stoffgewebe und das Körperteil der Vorrichtung in direktem physischen Kontakt miteinander sein können, aber nicht müssen; mit anderen Worten, es kann, aber muss nicht, einen Zwischenraum geben zwischen dem ganzen oder eines Teils des Stoffgewebeüberzugs und dem ganzen oder einem Teil des Körperteils der Vorrichtung. Physischer Kontakt zwischen dem Überzug und dem Rumpfteil, falls er auftritt, kann zufällig sein, oder er kann absichtlich sein, wo der Stoffgewebeüberzug mit dem Rumpfteil verhaftet wurde. Überdies versteht es sich, dass, obwohl der Stoffgewebeüberzug das Rumpfteil der implantierbaren Vorrichtung typischerweise komplett umgibt, einschließt oder einhüllt, die Erfindung trotzdem implantierbare Vorrichtungen einschließt wo nur ein Teil des Rumpfteils der Vorrichtung mit dem Stoffgewebeüberzug überzogen ist. Beispielsweise könnte eine Stoffgewebehülle einer ausgewählten Oberfläche des Rumpfteil der Vorrichtung angehaftet werden.
Das konstituierende Material des Rumpfteils der implantierbaren Vorrichtung ist in engem Kontakt mit einer therapeutischen Substanz, so wie eine steroide oder nichtsteroide antiinflammatorische Substanz, welche die antiinflammatorische Antwort des Körpers auf die implantierte medizinische Vorrichtung kontrolliert, reduziert oder abmildert, und die in der Lage ist, durch den Stoffgewebeüberzug zu eluieren. Die antiinflammatorische Substanz ist vorzugsweise ein Glucocorticosteroid, so wie Dexamethason, ein Derivat davon oder ein Salz davon. Die therapeutische Substanz kann beispielsweise auf das Rumpfteil der Vorrichtung beschichtet oder kovalent daran gebunden sein. Alternativ kann die therapeutische Substanz in einem Flüssigkern des Rumpfteils plaziert sein, so dass es durch ein poröses Rumpfteil aus Metall oder Polymer diffundieren kann oder über Kanäle zugeliefert wird, die in einem sonst nichtporösen Rumpfteil angelegt sind. Vorzugsweise enthält das Rumpfteil der Vorrichtung ein biostabiles Polymer in engem Kontakt mit einer antiinflammatorischen Substanz. Zusätzlich oder alternative kann das Rumpfteil der Vorrichtung ein oder mehrere andere therapeutische Substanzen einschließen, einschließlich Antiinfektions-Substanzen wie antimikrobielle Medikamente und bakteriostatische Substanzen, so wie Silber. Beispielsweise kann die Endocarditis prothetischer Klappen, die eine gefährliche Komplikation im Anschluss an einen Herzaustausch bleibt, voraussichtlich durch Integrieren eines Antibiotikums in die Einlage des Nahtringes der prothetischen Herzklappe behandelt werden.
Die vorliegende Erfindung stellt eine implantierbare Infusionspumpe bereit, die umfasst:

eine Pumpe, die einen Raum im Inneren zur Aufnahme einer Flüssigkeit umfasst;
ein Abgabekatheder zum Abgeben der Flüssigkeit an einen Patienten, und
ein Polyesterbeutel, der die Pumpe umgibt;
wobei die Pumpe weiter ein konstituierendes Material in engem Kontakt mit einer antiinflammatorischen bzw. entzündungshemmenden Substanz umfasst, wobei die Substanz geeignet ist, von der Pumpe freigesetzt zu werden und durch den Polyesterbeutel zu eluieren.

Entsprechend werden ein oder mehrere Objekte der vorliegenden Erfindung durch eine implantierbare medizinische Vorrichtung erreicht, die eine oder mehrere der folgenden Merkmale hat: (a) ein Stoffgewebeüberzug, durch den eine therapeutische Substanz bzw. ein therapeutisches Mittel eluieren kann; (b) ein Stoffgewebeüberzug, der dem Zweck dient, die Vorrichtung gegenüber dem Körper des Patienten zu sichern, und der als Gewebeeinwachsen-fördernde Oberfläche fungiert; (c) ein Rumpfteil in engem Kontakt mit einer freisetzbaren therapeutischen Substanz; (d) eine oder mehrere therapeutische Substanzen, die unter dem Stoffgewebeüberzug dem Rumpfteil aufbeschichtet oder diesem umfasst sind, so dass die therapeutische(n) Substanz(en) in der Lage sind, durch den Stoffgewebeüberzug zu eluieren: (e) ein Rumpfteil, das einen eingekapselten Medikamentenspeicher enthält, der eine oder mehrere therapeutische Substanzen enthält, die in der Lage sind, vom Rumpfteil durch den Stoffgewebeüberzug zu eluieren; und (f) eine antiinflammatorische Substanz, so wie Dexamethason, die in der Lage ist, durch den Stoffgewebeüberzug zu eluieren, um eine mehr als üppige Heilungsantwort für die implantierte Vorrichtung zu vermitteln.
Ein wichtiger Aspekt der vorliegenden Erfindung ist, dass die inflammatorische Antwort des Körpers auf den Stoffgewebeüberzug oder die Hülle der implantierbaren Vorrichtung nicht durch das Modifizieren des Stoffgewebeüberzugs selbst kontrolliert wird, sondern durch Modifizieren des Rumpfteils der Vorrichtung, die durch den Stoffgewebeüberzug eingeschlossen, bedeckt oder umgeben wird. So werden gewünschte Eigenschaften des Stoffgewebeüberzugs (zum Beispiel seine Porosität, Flexibilität, Struktur, Vernähbarkeit, Zugfestigkeit, Haltbarkeit, Sterilisierbarkeit und Biokompatibilität) nicht gefährdet.
Bezeichnenderweise können implantierbare medizinische Vorrichtungen der Erfindung verwendet werden, um Gewebeverkapselung, Pannusbildung und Polymerdegradation zu modulieren, wenn sie in einen Patienten implantiert sind. So könnte die vorliegende Erfindung verwendet werden, um Gewebeverkapselung, Pannusbildung oder die Degradation eines medizinischen elektrischen Kabels oder innewohnenden Katheters durch Einpflanzen vorstehend beschriebener prothetischer Herzklappen (beide, mechanische Klappen und Gewebeklappen), Anuloplastie-Ringe für die valvuläre Korrektur, vasculärer Transplantate, Nahtringe, Stents, medizinischer Leitungen und Katheter sowie Herzschrittmacher zu modulieren.
Eine Methode, eine implantierbare medizinische Vorrichtung herzustellen, umfasst:

Integration einer therapeutischen Substanz in eine anuläre Einlage, die ein konstituierendes Material enthält, so dass die therapeutische Substanz in engem Kontakt mit dem konstituierenden Material ist;
Einschließen der anulären Einlage in eine Stoffgewebescheide.

Bevorzugte Ausführungen werden jetzt beschrieben, nur als Beispiel, mit Bezug zu der beigefügten Zeichnung.
1 zeigt eine vereinfachte schematische Ansicht von dargestellten implantierten medizinischen Vorrichtungen: (a) ein Herzschrittmacher in einem Polyesterbeutel und (b) mechanische und bioprothetische Herzklappen mit einem Polyester Stoffgewebenahtring; SVC, obere Hohlvene (vena cava superior); RA, rechtes Artrium; TV, Trikuspidalklappe; IVC, untere Hohlvene (vena cava inferior); RV, rechtes Ventrikel; LV, linkes Ventrikel; PV, Lungenvene; LA, linkes Atrium; PA, Lungenarterie; Ao, Aorta.
2 zeigt eine bioprothetische Herzklappe: (a) Diagrammansicht, (b) Schnitt entlang Linie 4-4 von (a); und (c) obere Ansicht der Klappe.
3 zeigt eine mechanische Herzklappe: (a) Klappe; (b) Klappe ohne Nahtring; und (c) obere Ansicht der Klappe.
4 zeigt eine Diagrammansicht eines Anuloplastie-Rings;
5 zeigt einen Schnitt entlang Linie 2-2 von 4;
6 zeigt einen Graphen, der die in-vitro Bildung von Hydroperoxid darstellt in: Standardkulturmedium (keine Zellen), das Polyurethanproben enthält (vorher eingeweicht in Aceton "AS"); Polyurethanproben (AS) gelagert im Dunklen bei Umgebungsbedingungen; und Standardkulturmedium mit Hasen-Mo/M⌀s enthaltenden Polyurethanproben (AS).
7 zeigt einen Graphen, der die in-vitro Bildung von Hydroperoxid darstellt in: Standardkulturmedium mit humanem Mo/M⌀s enthaltende Polyurethanproben (mit und ohne vorherigem Einweichen in Aceton); Standardkulturmedium mit humane Lymphozyten enthaltendem Polyurethanproben (AS); und Standardkulturmedium mit humanem Mo/M⌀s enthaltenden Polyurethanproben (AS) zuzüglich Dexamethason-natriumphosphat bei 0,024 μg/ml (+) und 240 μg/ml (+++).
8 zeigt eine Balkengrafik der Hydroperoxidkonzentration in Polymerproben mit und ohne Dexamethason nach einem 40-tägigen Behandlungsschritt mit Makrophagen.
9 zeigt einen Graphen der Menge der Dexamethasonelution pro Materialoberflächenbereich (cm²) über einen Zeitraum von 32 Tagen.
10 zeigt eine Balkengrafik, welche die Gesamtsplitterung bei Explantaten durch umgebungsbedingten Stress nach 6 Wochen und 10 Wochen graphisch zeigt. Die Daten wurden unter Verwendung des höchsten (schwerstwiegenden) Ergebnisses der Oberflächenbeschädigung, die bei den explantierten Biostabilitätsproben beobachtet wurde, zusammengefasst. Optische mikroskopische Beobachtung bei 70× Gesamtvergrößerung.
11 zeigt eine graphische Darstellung der relativen Gesamtzellzahl im Käfigexudat (Ausscheidung) als Antwort auf unterschiedliche PU-Materialien: 1D = 1 % Dexamethason in Polyurethan; 20D = 20 % Dexamethason in Polyurethan; A = Kontrolle; und EC = leerer Käfig.
12 zeigt eine graphische Darstellung der in-vitro Elution von Dexamethason von Dexamethason-beschichteten Leitungen. Es wurden "Niedrige" (1 % DEX/PU) und "Hohe" (5 DEX/PU) Beladungen verwendet. Elutionsanteile der kompletten theoretischen Dexamethasonbeladung wurden in PBS bei 37°C bestimmt.
13 zeigt eine graphische Darstellung der in-vitro Elution von Dexamethason von Dexamethason-beschichteten Leitungen pro Oberflächenbereich gegenüber der Zeit. "Niedrige" (1 % DEX/PU) und "Hohe" (5 % DEX/PU) Beladungen wurden verwendet. Die Elution wurde in PBS bei 37°C durchgeführt.
14 zeigt eine graphische Darstellung der in-vitro Elution von Dexamethason von Dexamethason-beschichteten Leitungen, 90 Tagen in-vivo Implantation folgend. Es wurden "Niedrige" (1 % DEX/PU) und "Hohe" (5 % DEX/PU) Beladungen verwendet. Elutionsanteile der kompletten theoretischen Dexamethasonbeladung wurden in PBS bei 37°C bestimmt.
15 zeigt die in-vitro Elutionsprofile für DEX-beladene Silikoneinlagen, die unterschiedliche Gewichtsanteile an DEX haben.
16 zeigt (a) einen Vergleich der Elutionsprofile von DEX-beladenen Einlagen und DEX/DMP-beladenen Einlagen; und (b) eine Aufschlüsselung der DEX- und DMP-Elution von DEX/DMP-beladenen Einlagen;
17 zeigt die unterdrückenden Effekte des Dexamethason, das von den DEX-beladenen Einlagen eluiert ist, auf die Produktion der inflammatorischen Zytokine (a) Tumornekrosefaktor α (TNF-α) und (b) Interleukin 1α. (IL-1α).
18 zeigt den Effekt einer Polyesterhülle auf die Elution von Dexamethason von einer Silikonprobe (a) 1 % DEX; (b) 2,5 % DEX; (c) 1 % DEX/DMP.
19 zeigt die Dichte weißer Blutzellen als eine Funktion der Zeit bei Ratten, die mit Si/DEX-Proben behandelt wurden, und Kontrollratten.
20 zeigt mit Hemotoxylin und Eosin gefärbte histologische Schnitte von explantierten Silikonexplantaten nach 21 Tagen; (a) Kontrollproben (Si ohne DEX) bei einer ursprünglichen Vergrößerung von 100× (1 = innere Oberfläche des Dacron-Stoffgewebes, der Seite, die in Kontakt mir der Silikoneinlage war; 2= äußere Oberfläche des Dacron^TM; * = einzelne Dacron^TM Fasern) ; (b) 500× Bild der gefärbten Kontrolle; die Pfeilköpfe zeigen auf die Anwesenheit einzel- und multinukleischer Makrophagen um die Fasern; (c) 100× Bild einer DEX-enhaltenden Probe; und (d) 200× Bild einer DEX-enthaltenden Probe.
Die vorliegende Erfindung ist auf die Erhöhung der Biokompatibilität und/oder Biostabilität des Polyestermaterials gerichtet durch Modulation des zellulären Verhaltens, das bei biologischen Abwehrmechanismen beteiligt ist, so wie Phagocytose und enzymatische und oxidative Mechanismen, und der Aufregualtion der Zytokin-Signalgebung, welche die inflammatorische Antwort verstärkt. Dies schließt die Modifikation der Chemie der Polymere an sich nicht ein, vielmehr schließt es die Verwendung Modulatoren der biologischen Antwort mit ein, um die Polymere zu "schützen". Bezeichnenderweise wurde entdeckt, dass die Elution solcher Modulatoren der biologischen Antwort an der Schnittstelle zwischen dem Polymer und dem umgebenden Gewebe (festes oder flüssiges Gewebe, z.B. Blut) das Verhalten der Zellen an dieser Schnittstelle moduliert. Als ein Ergebnis ist das Polymer weniger zellproduzierten beschädigenden Substanzen ausgesetzt, so wie reaktive Sauerstoffarten. Im wesentlichen sind durch die vorliegende Erfindung die Abwehrmechanismen der Zellen als Antwort auf fremde Materialien runterreguliert.
Zu diesem Zweck stellt eine Ausführungsform der vorliegenden Erfindung eine implantierbare medizinische Vorrichtung bereit, die ein Rumpfteil besitzt, das ein konstituierendes Material in engem Kontakt mit einer therapeutischen Substanz, so wie eine antiinflammatorische Substanz, umfasst, wobei das Rumpfteil mit einem porösen Stoffgewebe überzogen ist. Die antiinflammatorische Substanz eluiert vom Rumpfteil der Vorrichtung, durch das Stoffgewebe, und ist effektiv im Modulieren des Verhaltens der Zellen, die mit der implantierten Vorrichtung in Kontakt sind. Bezeichnenderweise mäßigt die antiinflammatorische Substanz bestimmte zelluläre Aktivitäten an der Stelle des Implantats, das beispielsweise eine Entzündung verursacht. Solche zellulären Aktivitäten schließen das Auf regulieren spezifischer Signalwege ein, welche die inflammatorische Antwort verstärken, was zu einem überschwänglichen Gewebewachstum, einer Steigerung der Metalloproteaseaktivität und einem oxidativen Ausbruch führt. Überschwängliches Gewebewachstum bezieht sich auf eine fibröse Gewebebildung als Ergebnis zellulärer Proliferation und der Ablagerung extrazellulärer Komponenten, eingeschlossen Kollagen, Elastin und Fibronectin. Das Ergebnis ist eine Einkapselung des Implantats und/oder die Bildung eines Pannus, der schädlich sein kann, weil überschwängliches Gewebewachstum den Öffnungsbereich der prothetischen Klappe verkleinern und auf die Klappensegel vordringen kann, die Bewegungsfreiheit hemmend, was zur Klappenstenosis führt. Oxidativer Ausbruch bezieht sich auf die Fähigkeit von Phagozyten, Sauerstoff zu konsumieren und reaktive Sauerstoffarten zu produzieren, so wie Hydroxylradikale, Superoxide und andere reaktive Oxide und Peroxide. Er tendiert dazu, den Abbau des Polymers, aus dem das Implantat gemacht ist, zu verursachen. Einige Polymere sind resistenter gegen oxidativen Abbau als andere; sie schließen ein Fluoroelastomere so wie Poly(Tetrafluoroethylen) (PTFE), Poly(Tetrafluoroethylen-hexafluoropropylen) (FEP), Poly(Tetrafluoroethylen-perfluoro-(propylvinylether)) (PFA), Poly(Ethyl-tetrafluorethylen) (ETFE); und andere Polymere so wie Polyvinylchlorid (PVC), Polyimide, Polysulfone, Polyolefine so wie Polypropylen, Polyethylen und Ethylen-Propylen Kopolymere und Silikone. Die Hydrolyse polymeren Materials ist eine weitere Sorge.
Die antiinflammatorische Substanz ist vorzugsweise an der Oberfläche des Rumpfteils der Vorrichtung lokalisiert, von wo es dann durch den Stoffgewebeüberzug durchtritt. Alternativ kann es von einer entfernteren Stelle innerhalb der medizinischen Vorrichtung eluiert werden, so lange es durch Elution durch den Stoffgewebeüberzug durchtritt. Man nimmt an, dass die anfängliche Freigabe der antiinflammatorischen Substanz an der Implantationsstelle die zellassoziierte Verbreitung des inflammatorischen Signals reduziert. Man nimmt an, dass die anhaltende Freigabe ein niedriges Niveau der Aktivierung und Differenzierung von Zellen aufrecht erhält, die in Kontakt mir der gewebekontaktierenden Oberfläche kommen.
Das Rumpfteil der medizinischen Vorrichtung der Erfindung umfasst vorzugsweise ungefähr 0,01 Gewichtsprozent (Gew-%) bis ungefähr 10,0 Gw-% therapeutische Substanz, noch besser ungefähr 0,1 Gew-% bis ungefähr 5 Gew-% therapeutische Substanz. Natürlich hängt die Menge der auf die Verrichtung beladenen therapeutischen Substanz von der Effizienz der Substanz ab, dem Zweck, für den sie verabreicht wird, dem Alter und der Kondition des Patienten sowie der beabsichtigten Dauer der Behandlung. Es ist gut innerhalb der Fähigkeit eines Fachmanns des relevanten Stands der Technik, die effektive therapeutische Dosierung zu bestimmen.
Optional umfasst das Rumpfteil der medizinischen Vorrichtung eine inerte Substanz, welche die nichtinvasive Detektion der implantierten Vorrichtung erleichtert. Beispielsweise können Bariumsulfat und Platinoxid verwendet werden, um die Detektion der Vorrichtung durch Röntgenstrahlung oder Fluoroskopie zu erlauben. Alternativ kann die Oberfläche des Rumpfteils der Vorrichtung echogen gemacht werden (siehe z.B. Bosley, US-Patent Nr. 5.289.831; Bosley u.a., US-Patent Nr. 5.201.314; Bosley u.a., US-Patent Nr. 5.081.997; und Rammler, US-Patent Nr. 5.327.891), um die Ultraschalldarstellung zu verstärken. Beispielsweise kann ein echogenes Material, so wie Zinkoxid, Eisenoxid oder Titaniumoxid in das Rumpfteil der Vorrichtung integriert sein, um es im Ultraschall sichtbar zu machen.
Eine ausreichende Menge eines biostabilen Polymers muss eingeschlossen sein, um dem Rumpfteil der Vorrichtung die gewünschten Eigenschaften zu verleihen, so wie Zugfestigkeit und Härteflexibilität. Beispielsweise umfasst das Rumpfteil der Vorrichtung vorzugsweise ungefähr 43 Gew-% bis ungefähr 57 Gew-%, wenn Silikon verwendet wird. Bei einer besonders bevorzugten Ausführung umfasst das Rumpfteil der medizinischen Vorrichtung ungefähr 50 Gew-% bis ungefähr 55 Gew-% Silikons medizinischer Güte, ungefähr 50 Gew-% bis ungefähr 45 Gew-% Bariumsulfat und ungefähr 0,1 Gew-% bis ungefähr 1,5 Gew-% therapeutische Substanz, vorzugsweise Dexamethason.
Die hier beschriebene Erfindung bezieht sich besonders auf implantierbare Infusionspumpen. Trotzdem sollte klargestellt werden, dass die Grundlagen der Erfindung generell auf jede implantierbare medizinische Vorrichtung angewendet werden können, zusätzlich einschließlich bspw. Stents, medizinische Kabel, Katheter und Schrittmacher, die einen Stoffgewebeüberzug jedes Typs umfassen, einschließlich zum Beispiel einer Scheide, einer Hülle, eines Überzugs oder einer Beschichtung, so dass der Stoffgewebeüberzug in Kontakt mit Körpergewebe oder -flüssigkeiten, so wie Blut, ist.
Beispielsweise zeigt 1(a) eine vereinfachte schematische Ansicht einer implantierten medizinischen Vorrichtung 200. Reiz- und Sensorleitungen 218 sind an eine hermetisch versiegelte Tasche 214 abgehängt und nahe dem menschlichen Herz 316 implantiert. Die implantierbare medizinische Vorrichtung 200 ist durch einen Polyesterbeutel 201 umhüllt, und der Rumpf (212, 214) der implantierbaren medizinischen Vorrichtung 200 enthält ein eluierbares antiinflammatorisches Medikament, so wie Dexamthason. In dem Fall, dass die implantierte medizinische Vorrichtung 200 ein Schrittmacher ist, schließt sie zumindest eine oder beide der Reiz- und Sensorleitungen 216 und 218 mit ein. Reiz- und Sensorleitungen 216 und 218 fühlen elektrische Signale, die der Depolarisierung und Repolarisierung des Herzens 316 zugeordnet sind, und sorgen für Reizimpulse, welche die Depolarisierung kardialen Gewebes in der Nähe ihrer distalen Enden verursacht. Die implantierbare medizinische Vorrichtung 200 kann ein implantierbarer Herzschrittmacher sein, so wie solche, die in dem US-Patent Nr. 5.158.078 für Bennett u.a., US-Patent Nr. 5.312.453 für Shelton u.a. oder US-Patent Nr. 5.144.949 für Olson bekannt gemacht wurden.
Die implantierbare medizinische Vorrichtung 200 könnte auch ein PCD (Schrittmacher-Kardioverter-Defibrillator) sein, entsprechend jedem der verschiedenen kommerziell verfügbaren implantierbaren PCDs, mit dem Ersetzen des Verbindungsmoduls für Reiz- oder Sensorleitungen 212 durch die sonst vorhandene Verbindungsblockkonstruktion. Die Grundlagen der vorliegenden Erfindung können in Verbindung mit PCDs prak tiziert werden, so wie solche, die in dem US-Patent Nr. 5.545.186 für Olson u.a., US-Patent Nr. 5.354.316 für Keimel, US-Patent Nr. 5.314.430 für Bardy, US-Patent Nr. 5.131.388 für Pless oder US-Patent Nr. 4.821.723 für Baker u.a. bekannt gemacht wurden. Solche Vorrichtungen können direkt in Verbindung mit der vorliegenden Erfindung verwendet werden, und werden besonders bevorzugt so praktiziert, dass die Feedthroughs, welche die Schaltkreise darin mit ihrem Verbindungsblöcken zusammenschalten, so lokalisiert sind, dass sie bereiten Zugang zwischen den Feethroughs und den elektrischen Leiterverbindungen, die in den Verbinderbohrungen des Verbinder- oder Kopfteilmoduls 212 angeordnet sind, zulassen.
Alternativ könnte die implantierbare medizinische Vorrichtung 200 ein implantierbarer Nervenstimulator oder Muskelstimulator sein, so wie solche, die in dem US-Patent Nr. 5.199.428 für Obel u.a., US-Patent Nr. 5.207.218 für Carpentier u.a. oder dem US-Patent Nr. 5.330.507 für Schwartz bekannt gemacht wurden, oder eine implantierbare Überwachungsvorrichtung, so wie solche, die in dem US-Patent Nr. 5.331.966 erteilt worden für Bennet u.a. bekannt gemacht wurden. Man nimmt an, dass die vorliegende Erfindung breite Anwendung in jeder Form einer implantierbaren elektrischen Vorrichtung für die Verwendung in Verbindung mit elektrischen Leitungen finden wird, und man nimmt an, dass die vorliegende Erfindung besonders vorteilhaft in solchen Kontexten ist, wo mehrere medizinische elektrische Leitungen verwendet und gewünscht werden.
Im allgemeinen schließt die hermetisch versiegelte Tasche 214 eine elektrochemische Zelle ein, so wie eine Lithiumbatterie, Schaltkreise, welche die Arbeitsweise der Vorrichtungen kontrollieren und arrhythmische EGM-Vorfälle aufzeichnen, sowie eine Telemetrie-Sender/Empfänger-Antenne und einen Schaltkreis, der Telemetriebefehle von einem externen Programmierer downlink empfängt und diesem gespeicherte Daten über ein Telemetrieuplink übertragen. Der Schaltkreis und Speicher können in eine diskrete Logik oder ein Mikrocomputer-basiertes System mit A/D-Umwandlung der gesammelten EGM-Amplitudenwerte implementiert sein. Man nimmt nicht an, dass die besonderen elektronischen Eigenschaften und Arbeitsweisen der implantierbaren medizinischen Vorrichtung die Bedeutung bezüglich des Praktizierens der vorliegenden Erfindung aufheben. Ein beispielhaftes Anwendungssystem wird in "Minimally Invasive Implantable Device for Monitoring Physiologic Events" beschrieben, einer parallelen US-Patentanmeldung Nr. 08/678.219, angemeldet am 11. Juli 1996.
1(b) zeigt eine vereinfachte schematische Darstellung von implantierten mechanischen und bioprothetischen Herzklappen. Der bioprothetische Klappenapparat 30 wird hier so gezeigt, dass er die Aortenklappe ersetzt, und die mechanische Klappe 40 wird hier so gezeigt, dass sie die Mitralklappe ersetzt.
2 zeigt ein detaillierteres Bild einer bioprothetischen Herzklappe. Die bioprothetische Klappe 30 enthält drei Gewebesegel 26, die zusammen als Fluss-Occluder funktionieren. Das Klappengehäuse 32 wird von einem Stoffgewebe-bedeckten Polymergerüst gebildet, das drei Streben 28 hat, an welche die Segel 26 angehängt sind. Ein Nahtring 20 ist umfänglich durch Vernähen an die Basis des Klappengehäuses 32 angehängt. Der Nahtring 20 ist aus einer stoffähnlichen Scheide oder Maschengewebe 24 hergestellt, welche s) ein Lumen 21 bildet, das einen anulären polymeren Unterstützungsrahmen 22 enthält, auf den sich hier als Polymereinlage bezogen wird. Die Scheide 24 ist typischerweise aus Polyesterstoff, so wie Dacron^TM, und wird durch Fal ten eines Stoffbogens um eine Polymereinlage 22 und Zusammennähen der gefalteten Enden hergestellt. Die Kombination aus Polymereinlage 22 und Scheide 24 resultiert in einem Nahtring 20, der vollständig flexibel dennoch essentiell nichtdehnbar ist. Die Polymereinlage 22 wird typischerweise aus röntgendichtem flexiblem Silikongummi gemacht, der erlaubt, dass die Anwesenheit der Vorrichtung nach Fertigstellung der Implantationsoperation überwacht werden kann.
3 zeigt ein detaillierteres Bild einer mechanischen Herzklappe. Die mechanische Klappe 40 umfasst ein metallisch beringtes Klappengehäuse 42, das eine zentrale metallische Strebe 44 enthält, entlang welcher sich die Fluss-Occluder-Scheibe 46 bewegt. Die stoffähnliche Lage 24 schließt eine Einlage 43 ein (in 3(c) als Linie gezeigt), um einen Nahtring 48 zu bilden, der an das Klappengehäuse 42 angehängt ist.
Nahtringeinlagen für bioprothetische oder mechanische Klappen werden typischerweise aus einem oder mehreren Polymeren hergestellt, vorzugsweise Silikon; einem Metall, vorzugsweise Titan oder Tantal; einer Metalllegierung, vorzugsweise Titanlegierungen, Kobaltchromlegierungen, Nickelchromlegierungen oder Edelstahl; oder Kombinationen davon. Sie werden für Formbildung und/oder strukturelle Unterstützung der implantierten Vorrichtung verwendet, umgeben oder umhüllt von einem stoffartigen Material, das vernäht sein kann. Die Einlage kann biegsam oder steif sein, kann in ihren physischen Dimensionen abhängig von der Vorrichtung variieren und ist im allgemeinen von Polyesterstoffgewebe eingeschlossen. 4 und 5 stellen einen konventionellen Anuloplastie-Ring (einen Duran-Ring) dar, der die vorliegende Erfindung verkörpert. Ring 10 hat ein Lumen 11, das einen allgemein rechteckigen inneren Kern 12 aus röntgendichtem Silikongummi enthält, der radial vollständig flexibel ist. Der Kern 12 ist komplett durch eine Scheide 14 aus Polyesterstoff, so wie Dacron^TM, eingeschlossen. Die Scheide 14 ist durch Faltung eines Stoffbogens um den Kern 12 und Zusammennähen der gefalteten Enden an 13 gemacht. Die Kombination aus dem Kern 12 und der Scheide 14 resultiert in einem Ring, der vollständig flexibel dennoch essentiell nichtdehnbar ist. Diese Eigenschaft erlaubt einem in das Herz implantierten Anuloplastie-Ring oder -Band, den Klappenanulus daran zu hindern, sich aufzublähen, ohne die natürliche Bewegung des Anulus zu behindern. Der Ring 10 hat drei Trigonum-Markierungen 15, die in 120° Intervallen daran genäht sind, um dem Operateur beim Anordnen der Nähte zu unterstützen.
Die implantierbare medizinische Vorrichtung der Erfindung ist eine implantierbare Medikamenteninfusionsvorrichtung, so wie die SynchroMed^TM Pumpe (Medtronic Inc., Minneapolis, MN), die von einem Polyesterbeutel umhüllt ist. Die Pumpe ist für die Zulieferung der Medikamente, so wie Baclofen oder Morphin, direkt in die Rückenmarksflüssigkeit bestimmt, indem diese in den intrathekalen Raum injiziert werden. Die Pumpe wird typischerweise operativ genau unter die Haut des Abdomens implantiert und umfasst eine runde Metallplatte, ungefähr 2, 5 cm dick und ungefähr 7, 5 cm im Durchmesser. Das Medikament wird durch einen Katheter mit kleinem Durchmesser in die Spinalflüssigkeit, die das Rückenmark umgibt, injiziert. In Übereinstimmung mit der vorliegenden Erfindung ist die Pumpe in einen Polyesterbeutel eingeschlossen, und eine therapeutische Substanz, vorzugsweise eine antiinflammatorische Substanz, ist auf die Oberfläche der Metallplatte beschichtet oder darauf festgehalten, so dass die therapeutische Substanz in der Lage ist, durch den Beutel zu eluieren. Von einer implantierbaren Medikamenteninfusionsvorrichtung in Übereinstimmung mit der Erfindung, die ein eine eluierbare antiinflammatorische Substanz umfassendes Rumpfteil hat, wird erwartet, dass sie viel leichter zu explantieren ist, da die chronische inflammatorische Antwort, die für die Bildung fibrösen Gewebes verantwortlich ist, gedämpft wurde.
Stoffgewebeüberzug
Der poröse "Überzug" der implantierbaren medizinischen Vorrichtung ist aus einem gestrickten oder gewobenen Stoffgewebe hergestellt, das Gewebeeinwachstum fördert. Das Stoffgewebe ist ein gestricktes oder gewobenes Stoffgewebe aus Polyesterfasern. Ein stoffähnliches Material wird für Vorrichtung, die unter Verwendung von Vernäh-Techniken implantiert werden, bevorzugt. Beispiele von Polymerfasern, die in ein poröses Stoffgewebe geknüpft oder gewoben werden können, schließen ein natürliche Polymere, so wie Kollagen, Seide, Chitin, Zellulose und synthetische Polymere so wie Polyester, Polyamide, Polyurethane, Polypropylene, Polyethyleneteraphthalate (PETs), Polytetrafluoroethylene (PTFEs), Polyethylene, Polyvinylalkohole, Polyacrylonitrile, Polyglykolsäuren, Polymilchsäuren, Polydimethylsiloxane, Aramide und regenerierte Zellulosen. Vorzugsweise ist das poröse polymere Material ein gestricktes oder gewobenes Stoffgewebe aus PET-Fasern. Es kann auch ein aus ausgedehnten PTFE-Fasern hergestelltes Stoffgewebe verwendet werden, welche durch Verwendung eines Prozesses aus Erhitzung- und mechanischem Strecken gemacht werden (D. Willkerson u.a., "Biomaterals Used in Peripheral Vascular Surgery", R. Greco, Hrsg., Implantation Biology The Host Responses and Biomedical Devices, 179–190, CRC Press Inc., (1994)); ein aus ausgedehnten PTFE-Fasern gemachtes Stoffgewebe hat verbesserte Handhabungseigenschaften und zeigt weniger Ausfransen an den Nahtlinien als konventionelle PTFE-Stoffgewebe.
Der poröse Stoffgewebeüberzug hat die Form eines Beutels. Vorzugsweise hat der Stoffgewebeüberzug eine kräftige bis ziemlich hohe Zugfestigkeit, ist flexibel, besitzt eine raue Neointima-induzierende Oberfläche, ist leicht durchdringlich für Nähte und ist immun gegen Reißen bei Nadeldurchdringung und Nähten, und ist biokompatibel.
Rumpfteil
Wir hier verwendet, bezieht sich der Begriff "Rumpfteil" einer implantierbaren medizinischen Vorrichtung auf den Teil der implantierbaren medizinischen Vorrichtung, der durch den Stoffgewebeüberzug bedeckt, umhüllt oder überzogen ist. Anders gesagt schließt die Vorrichtung optional andere Strukturen oder Teile ein, die nicht durch Stoffgewebe bedeckt sind.
Das Rumpfteil einer implantierbaren medizinischen Vorrichtung der Erfindung kann ohne Einschränkung aus jedem gewünschten konstituierenden Material oder Materialien hergestellt sein. Vorzugsweise ist das konstituierende Material des Rumpfteils der Vorrichtung biokompatibel. Die Wahl des konstituierenden Materials wird von der beabsichtigten Struktur und Funktion der Vorrichtung abhängen. In Ausführungsformen der Vorrichtung, die für langfristigen Einsatz beabsichtigt sind, wie bspw. Stents, Herzklappen, Anuloplastie-Ringe und Schrittmacher, wird bevorzugt, dass das Rumpfteil der Vorrichtung aus einem biostabilen Material, so wie einem biostabilen Metall oder Polymer, geformt wird. Vorzugsweise ist das Material, welches das Rumpfteil der Vorrichtung bildet, nicht für Gewebeeinwachstum bestimmt, im Gegensatz zum Stoffgewebe, das es umhüllt. Die implantierbare Vorrichtung der Erfindung ist typischerweise dafür bestimmt, für längere Zeiträume (z.B. Tage, Monate, Jahre) in Kontakt mit Körpergeweben oder -flüssigkeiten zu sein.
Beispiele biostabiler Polymere, die für die Verwendung als Materialien für die Bildung des Rumpfteils der Vorrichtung geeignet sind, schließen ein Polyurethane, so wie Polyetherurethan, Silikone; Polyamide, so wie Nylon-66; Polyimide; Polycarbonate; Polyether; Polyester, so wie Polyethylenterephthalat; Polyvinylaromaten, so wie Polystyrene; Polytetrafluoroethylene und andere Klassen von Fluoropolymeren, so wie Poly(ethylen-chloro-trifluoroethylen), Poly(ethylene-tetrafluoroethylen), Poly(chloro-trifluoroethylen), fluorierte Ethylen-Propylen-Kopolymere, Perfluoroalkoxy-Kopolymere und Fluoroelastomere; Polyolefine, so wie Polyethylene, Polypropylene, Polyisoprene und Ethylen-alpha-olefin-Kopolymere; Acrylpolymere und -kopolymere; Vinylhalidpolymere und -kopolymers, so wie Polyvinylchlorid; Polyvinylether, so wie Polyvinylmethylether; Polyvinylester, so wie Polyvinylacetat; Polyvinylketone; Polyvinylidinhalide, so wie Polyvinylidenfluorid und Polyvinylidenchloride; Polyacrylonitril; sowie Kopolymere von Vinylmonomeren mit einander und Olefinen, so wie Ethylen-methyl-methacrylat-Kopolymere, Acrylonitril-Styrene-Kopolymere, Acrylonitril-Butadienestyren. (ABS) Harze, Polysulfone, Polyetherimide, Polyetheretherketone, Polyarylketone, Epoxidharze, flüssgikristalline Polymere, Polyphenylensulfide, Polyphenylenoxide, Polyamidimide, Polyacetale, Polyketone, Polyarylate, Ethylen-Vinylacetat-Kopolymere, und Mischungen der zuvor genannten. Polyurethane und Silikone, oder Kombinationen davon, sind gegenwärtig die bevorzugten polymeren Substrate im Kontext dieser Erfindung. Vorzugsweise ist das Rumpfteil einer implantierbaren Vorrichtung dieser Erfindung aus Silikon, Polyurethan oder einer Kombination davon hergestellt.
Es sollte trotzdem klargestellt werden, dass es gut innerhalb des Erfindungsumfanges ist, Vorrichtungen einzuschließen, die Rumpfteile haben, die aus bioabbaubaren oder re sorbierbaren Materialien hergestellt sind anstatt oder zusätzlich zu biostabilen Materialien, wie es von einer besonderen Anwendung benötigt wird, so wie solche für Kurzzeit-Behandlung oder -Therapie. Bioabbaubare Polymere, die für die Verwendung im Rumpfteil der Vorrichtung geeignet sind, schließen ein Polymilchsäuren, Polyglykolsäuren, Poly-lactic-co-glykol-säuren, Polyanhydride, Polyorthoester, Polyhydroxybutyrate, Polyhydroxyvalerate, Polydioxanone, Polyphosphazon, Polycaprolactone, Polyaminoacide und Kollagen. Wo bioabbaubare Polymere verwendet werden, um die therapeutische Substanz zu fassen, ist es nicht notwendig, dass die therapeutische Substanz von dem Polymer eluieren kann; die therapeutische Substanz kann stattdessen von dem Polymer als Folge des Bioabbaus freigesetzt werden.
Medikamentenbeschickung des Rumpfteils.
Das konstituierende Material des Rumpfteils einer implantierbaren medizinischen Vorrichtung der Erfindung ist in engem Kontakt mit einer oder mehreren therapeutischen Substanzen (hier auch einfach als "Medikamente" bezeichnet), und das Rumpfteil ist so hergestellt, dass die therapeutische Substanz von seiner Oberfläche weg eluieren kann und letztlich durch den porösen Stoffgewebeüberzug. Die therapeutische Substanz kann in das Rumpfteil der implantierbaren medizinischen Vorrichtung auf verschiedene Weisen integriert sein. Beispielsweise kann die therapeutische Substanz kovalent auf eine Oberfläche des Rumpfteils der Vorrichtung eingepflanzt sein, entweder alleine oder mit einem Oberflächeneinpflanzungspolymer. Alternativ kann es entweder alleine oder vermischt mit einem Überschichtungspolymer auf die Oberfläche des Rumpfteils der Vorrichtung beschichtet sein. Es kann ebenfalls mit einem Klebstoff, wie bspw. einem Silikonklebstoff, gemischt sein und an die Oberfläche des Rumpfteils der Vorrichtung geheftet sein, nachdem der Stoffgewebeüberzug, wenn dies gewünscht ist, an den Rumpfteil der Vorrichtung geheftet werden kann. Es kann physikalisch mit einem Polymer des Rumpfteils der Vorrichtung wie in einer Feststoff-Feststoff-Lösung gemischt sein. Es kann durch Quellen des Polymers in einer Lösung des geeigneten Lösungsmittel in das Polymer getränkt werden, oder in ein poröses Metallrumpfteil aufgenommen. Ein Polymer, das eine therapeutische Substanz enthält, kann herausstehend, gegossen, oder auf ein anderes Material (z.B. Metall) beschichtet, auf ein anderes Material aufgepflanzt in ein anderes Material eingebettet oder gebunden, an ein anderes Material adsorbiert, usw. sein, um das Rumpfteil der Vorrichtung zu formen. Alle Möglichkeiten, durch welche die therapeutische Subtanz in die medizinische Vorrichtung integriert sein kann, so dass sie in engem Kontakt mit einem konstituierenden Material des Rumpfteils der Vorrichtung ist, sind im Umfang der vorliegenden Erfindung.
In einer Ausführungsform werden ein Polymer des Rumpfteils der Vorrichtung und eine therapeutische Substanz gründlich gemischt, entweder durch Vermischung oder durch Verwendung eines Lösungsmittels, in dem beide löslich sind (z.B. Xylen für Silikon und Dexamethasonphosphat). Diese Mischung kann dann in die gewünschte Form geformt und in die medizinische Vorrichtung integriert oder auf eine tiefer liegende Struktur der medizinischen Vorrichtung auf beschichtet werden.
Alternativ werden ein Beschichtungspolymer, welches dasselbe Polymer wie das primäre rumpfteilbildende Polymer der Vorrichtung sein kann oder nicht, und eine therapeutische Substanz gründlich gemischt, entweder durch Vermischung oder durch Verwendung eines Lösungsmittels in welchem beide löslich sind, und auf das Rumpfteil der Vorrichtung beschichtet. Die Beschichtungspolymere sind vorzugsweise jedes der oben aufgelisteten biostabilen Polymere, so lange sie in der Lage sind, sich an das Polymer des Rumpfteils der Vorrichtung zu binden (entweder chemisch oder physikalisch). Alternativ können sie jedoch jedes aus einer breiten Auswahl bioabsorbierbarer Polymere sein, so lange sie in der Lage sind, sich an das Polymer des Rumpfteils der Vorrichtung zu binden (entweder chemisch oder physikalisch). Beispiele geeigneter bioabsorbierbarer Polymere schließen ein Poly(L-Milchsäure), Polycaprolacton, Poly(lactid-co-glycolid), Poly(hydroxybutyrat), Poly(hydroxybutyrat-co-valerat), und andere wie in dem US-Patent Nr. 5.679.400 (Tuch) bekannt gemacht. Zusätzlich kann eine Beschichtung der Oberfläche des Rumpfteils der Vorrichtung verwendet werden, beispielsweise um die Medikamentenfreisetzungsraten des Rumpfteils der Vorrichtung zu kontrollieren.
Noch eine andere Ausführungsform schließt das Quellen des Polymers eines Rumpfteils der Vorrichtung mit einem geeigneten Lösungsmittel ein und das Zulassen, dass die antiinflammatorische Substanz das Polymer durchdringt. Beispielsweise kann für Polyurethan, Tetrahydrofuran und/oder N-Methyl-2-pyrrolidon Chloroform verwendet werden.
In einer anderen Ausführungsform wird eine therapeutische Substanz kovalent auf das Polymer eines Rumpfteils der Vorrichtung aufgepflanzt. Dies kann mit oder ohne ein Oberflächeneinpflanzungspolymer gemacht werden. Oberflächeneinpflanzung kann durch Kronenentladung, UV-Bestrahlung und ionisierende Bestrahlung initiiert werden. Alternativ kann die Cer(IV)-nitrat -Methode, zuvor bekannt gemacht durch das US-Patent Nr. 5.229.172 (Cahalan u.a.) verwendet werden, um Oberflächeneinpflanzung zu initiieren. Entsprechend kann ein Polymer, das eine therapeutische Substanz enthält, herausstehend, gegossen, oder auf ein anderes Material (z.B. Metall) beschichtet, auf ein anderes Material aufge pflanzt in ein anderes Material eingebettet oder gebunden, an ein anderes Material adsorbiert, usw. sein, um das Rumpfteil der Vorrichtung zu formen. Es sollte festgehalten werden, dass wenn ein zweites Beschichtungspolymer, Oberflächeneinpflanzungspolymer oder ähnliches verwendet wird, das Rumpfteil der Vorrichtung hierbei so definiert ist, dass es dieses zweite Polymer genauso wie das erste Polymer, das die basale Struktur der medizinischen Vorrichtung (z.B. die Nahtringeinlage oder vaskuläre Transplantate) bildet, einschließt. Gleichermaßen kann das Rumpfteil der implantierbaren Vorrichtung einen geschichteten, gegliederter Aufbau haben. Zum Zwecke der Erfindung ist es nur wichtig, dass das Rumpfteil der Vorrichtung, wie auch immer gestaltet, eine therapeutische Substanz enthält, und dass die therapeutische Substanz in der Lage ist, vom Rumpfteil der Vorrichtung zu eluieren, weg zu diffundieren oder anderweitig freigesetzt zu werden, um dann durch den porösen Stoffgewebeüberzug der Vorrichtung zu eluieren.
Ungeachtet des vorhergehend wird das Rumpfteil der Vorrichtung jedoch vorzugsweise mit großen Mengen in das Rumpfteil der Vorrichtung, wie bspw. ein Silikoneinsatz, zum Zeitpunkt der Herstellung geladen bzw. beschickt. Die Wirksamkeit des beschickten Medikaments auf die inflammatorische Antwort des Wirtes hängt von der Rate der Medikamentenelution von der Einlage und durch das poröse Stoffgewebe ab. Vorzugsweise breitet sich das Medikamentenfreisetzungsprofil einer implantierbaren medizinischen Vorrichtung der Erfindung auf mindestens ungefähr 30 Tage aus.
Therapeutische Substanzen.
Geeignete antiinflammatorische Substanzen für die Verwendung bei der vorliegenden Erfindung schließen sowohl steroide als auch nichtsteroide Verbindungen ein. Vorzugsweise schließen die steroiden antiinflammatorischen Substanzen Glucocorticoide, Salze und Derivate davon ein. Beispiele solcher Steroide umfassen Cortisol, Cortison, Fludrocortison, Prednison, Prednisolon, 6α-Methylprednisolon, Triamcinolon, Betamethason, Dexamethason, Beclomethason, Aclomethason, Amcinonid, Clebethasol, Clocortolon. Dexamethason (9a-Fluoro-11β,17α21-trihydroxy-16α-methylpregna-1,4-diene-3,20-dione), Derivate davon und Salze davon werden besonders bevorzugt. Dexamethasonnatoriumphosphat und Dexamthasonacetat sind geeignete Salze und Dexamethason-21-orthophosphat und sein Disodiumsalz sind geeignete Derivate. Nichtsteroide antiinflammatorische Medikamente umfassen Gold-Thiomalat, Gold-Thiosulfat, Auranofin, D-Penicilamin und Cox-2-Inhibitoren, so wie Rofecoxib (Vioxx^TM, Dupont Merck) und Celecoxib (Celebrex^TM, Pfizer).
Die antiinflammatorische Substanz kann in jeder Menge verwendet werden, welche die gewünschte Antwort ohne schädliche Effekte erzeugt, so wie zytotoxische Effekte oder die Unterdrückung der Immunantwort. Typischerweise wird es in einer Menge oder Dosierung verwendet, die für die gewünschte Dauer und Intensität des antiinflammatorischen Effekts geeignet ist. Letztlich wird dies durch die Art der Vorrichtung, auf welche diese Erfindung angewendet wird, diktiert. Im allgemeinen nimmt man jedoch an, dass weniger als ungefähr 1 mg einer antiinflammatorischen Substanz per Quadratzentimeter Oberflächenbereich einer polymerkontaktierenden Oberfläche verwendet werden kann, um die hier beschriebenen vorteilhaften Ergebnisse zu erreichen. Andere therapeutische Substanzen schließen antibakterielle oder antimikrobielle Substanzen ein, Antikoagulanzien, antithrombotische Substanzen, Antiblutplättchensubstanzen, antimitotische Substanzen, Antiseptika, Antioxidanzien, antimetabolische Substanzen, antiproliferative Substanzen, Antiverkalkungssubstanzen, antithrombogene Substanzen, Che latbildner, Enzyme, Katalysatoren, Hormone, Wachstumsfaktoren, Lektine, Vitamine, antikörper, Antigene, Nukleinsäuren so wie DNS und RNS, Proteine oder Peptide, Polysaccharide, Farbstoffe, radioaktive Verbindungen oder jede Kombination davon. Eine bevorzugte therapeutische Substanz ist Heparin. Vorzugsweise ist das Heparin in einer Menge eingeschlossen, die Thrombose effektiv vorbeugt oder begrenzt. Heparin kann in das Rumpfteil der Vorrichtung durch Beschichtung integriert sein, durch kovalente Bindung oder jeder einer Auswahl wohlbekannter Techniken für die Integration von Heparin in eine medizinische Vorrichtung. In einer Ausführungsform ist Heparin kovalent an das Rumpfteil einer Vorrichtung gebunden, die auch eine eluierbare antiinflammtorische Substanz enthält.
Antimikrobielle Subtanzen schließen ein Aminoglycoside, wie bspw. Gentamicin, Kanamycin, Neomycin, Paromomycin, Streptomycin und Tobramycin, Ansamycine, wie bspw. Rifamycin und Rifampin, Cephalosporine, so wie Cehpalexin, Cephaloridin, Cephalothin, Cefazolin, Cephapirin, Cephradin und Cephaloglycin, Macrolide, so wie Erythromycin, Tylosin, Oleandomycin und Spiramycin, Penicilline, so wie Penicillin G, Penicillin V, Phenethicillin, Methicillin, Oxacillin, Cloxacillin, Dicloxacillin, Floxacillin, Nafcillin, Ampicillin, Amoxicillin und Carbenicillin, Sulfonamide, Chloramphenicole, Tetracycline, so wie Tetracyclin, Oxytetracyclin, Chlortetracyclin, Methacyclin, Demeclocyclin, Rolitetracyclin, Doxycyclin und Minocyclin, Polypeptide, so wie Bacitracin, Polymixine, Tyrothricin und Vancomycin, und andere einschließlich Trimethoprim-sulfamethoxazol, Lincomycin, Clindamycin und Spectinomycin. Besonders bevorzugte antimikrobielle Substanzen umfassen Rifampicin und Gentamicin. Antispetische Substanzen schließen ein Silber, Chlorohexidin, Irgasan, Jod und quartäre Ammoniumverbindungen so wie Benzalkoniumchlorid. Andere Beispiele therapeutischer Substanzen schließen ein zytostatische Medikamente, so wie Amethopterin, Vincristinsulfat, ein Vinblastinsulfat; immunosuppressive Substanzen, so wie Cyclosporin A und Azathioprin, anti-Zelladhäsions-Moleküle (anit-CAMs), so wie Lactose-1-phosphat und anti-Integrin-Antikürper, Antioxidanzien, so wie Ascorbinsäure und α-Tocopherol, und andere, so wie Pentoxyfillin und Cytochalasin B. Standarddosierungen und Verabreichungsprotokolle können beispielsweise gefunden werden im Merck Index, 12.supth. Hrsg. (Merck Research Laboratories, Merck & Co., Inc., Whitehouse Station, NJ, (1996)), the Physician's Desk Reference, 52.supnd. Hrsg. (Medical Economics Company, Inc., Montrale, NJ, (1998)), oder dem Manual of Medical Therapeutics/Department of Medicine, Washington u.a., Eds., Little, Brown Press, Boston (1995)).
BEISPIELE
Die folgenden Beispiele sind nur zum Darstellungszwecke beabsichtigt. Alle Prozentangaben beziehen sich auf das Gewicht, es sei denn, es ist anders angegeben.
Beispiel 1
In-vitro Rissbildung in Polyurethan durch biologische Oxidation und umweltbedingten Stress
A. Materialien und Methoden
1. Zellisolierung
Menschliches und Kaninchenblut wurden als Zellenquellen in diesem Experiment verwendet. Das Blut wurde mit 2 Einheiten/ml Natriumheparin(Upjohn Co., Kalamazoo, MI) antikoaguliert. Mononukleäre Zellen (Lymphozyten, Monozyten) wurden innerhalb von 15 Minuten durch ein einschrittiges Dichtegradientenzentrifugation-Verfahren isoliert, das nach einer modifizierten Boyum-Methode (Boyum u.a., Blood Separation and Plasma Fractionation, 217–239, Wiley-Liss, Inc. (1991)) Isopaque-1077 (eine Dichtegradientenlösung) verwendet. Die mononukleären Zellen wurden geerntet und zweimal mit kalter Hanks balancierter Salzlösung (HBSS) ohne Ca²⁺ und Mg²⁺ gewaschen, um die Zellaggregation zu minimieren. Die Zellen wurden dann in Standardmedium (RPMI-1640, 10 fötales Rinderserum, 0,2M L-Glutamin, 10 UI/ml Penicillin-G und 0,1 mg/ml Streptomycin) resuspendiert. Die Zellsuspension wurde in unterschiedlichen Plastik-Gewebekultur-Kolben ausgesät und in Anwesenheit von 5 % CO₂ bei 37°C für eine Stunde inkubiert (Ackerman u.a., J. Immunol., 20, 1372–1374 (1978)). Nach dieser Inkubation wurden Adhärente (Monozyten) vorsichtig von der Oberfläche geschabt und in Standardmedium resuspendiert. Nichtadhärente Zellen (Lymphozyten), die in dem Überstand enthalten waren, wurden in sterile Röhrchen hinein gewonnen, und die verbliebenen nichtadhärenten Zellen mit kaltem HBSS abgewaschen. Die Kulturkolben wurden dreimal mit kaltem HBSS gewaschen, und die verbliebenen adhärenten Zellen (Monozyten) wurden vorsichtig von der Oberfläche geschabt und in Standardmedium resuspendiert. Beide Zelltypen wurden auf eine Dichte von 3×106/ml resuspendiert.
2. Untersuchungsmaterialien
Polymerscheiben, 6 mm im Durchmesser, 0,12± 0,008 mm dick, wurden mit Biopsie-Lochern (Prestwick Line, S.M.S. Inc., Columbia, MD) aus Polyurethanplatten (PEU) geschnitten. Eine Gruppe von Polymerscheiben wurde 1 Stunde in Aceton (AS) eingeweicht, um Polymerantioxidanzien zu extrahieren und 4 Stunden bei Zimmertemperatur getrocknet. Die andere Gruppe wurde ohne Vorbehandlung verwendet (nicht-AS). Polymermus ter wurden dann unter sterilen Bedingungen auf den Boden der Bohrungen von 96-Bohrung-Zellkulturplatten (Mikrotiterplatten) angebracht.
3. In-vitro Polymerbehandlungen
Eine zweischrittige in-vitro Behandlung wurde bei 37°C ausgeführt, um die in-vivo Umgebung nachzuahmen und den Bioabbau der PEU-Bögen zu erleichtern.
Makrophagenbehandlung Die PEU-Film-Muster (AS und nicht-AS) in den Mikrotiterplatten wurden bedeckt mit entweder frisch isolierten, aus menschlichen oder Hasen-Monozyten abgeleiteten Makrophagen (Mo/M⌀S) oder menschlichen Lymphozyten (3×10⁵ Zellen pro Bohrung) und in einem Standardmedium (RPMI-1640, 10 % fötales Rinderserum, 0,2M L-Glutamin, 10 UI/ml Penicillin-G und 0,1 mg/ml Streptomycin) kultiviert. Eine 49-tägige Makrophagen-Behandlung wurde unter Standardbedingungen (z.B. Anwesenheit von 5 % CO₂ und 95 % bei 37°C) durchgeführt. Andere experimentelle Variationen schließen die Zugabe von Dexamethasonnatriumphosphat (DSP) in Konzentrationen von 0,024 μg/ml und 240 μg/ml zum Kulturmedium in den Bohrungen ein. Zwei leere Zustände wurden ebenfalls untersucht. In einer wurde nur Kulturmedium in die Bohrungen eingebracht. Die andere wurde ohne Kulturmedium präpariert und im Dunkeln gelagert. Alle Polymermuster wurden für dieselbe Zeit wie bei der ersten Behandlung inkubiert. Nach unterschiedlichen Zeiträumen wurden Dreifachproben für die Hydroperoxidbestimmung entnommen. Nach einer 49-tägigen Inkubation wurden die Muster in dreifacher Ausfertigung für den zweiten Schritt des Probenbehandlungsprotokolls präpariert.
FeCl₂ Behandlung. Einer 49-tägigen Behandlung mit Makrophagen folgend, wurden die Muster in der Hälfte gefaltet und in dieser Position fixiert durch Hitzeversiegelung der beiden gegenständigen Enden in solch einer Weise, dass ein Bereich vergrößerten Stresses in der zentralen Region der Muster entsteht. Diese Gestaltung erlaubte eine Charakterisierung von nichtstrapazierten und moderat strapazierten Polymerzuständen. Gestresste Muster wurden in 5 mM FeCl₂ bei 37°C für 10 Tage inkubiert. Eine Untersuchung der Proben mit optischem Mikroskop (OM) wurde während der Behandlung durchgeführt. Dreifachproben für jeden Zustand wurden nach 10-tägiger Behandlung für eine Rasterelektronenmikroskop (REM) Untersuchung der Polymeroberfläche entnommen.
4. Iodometrie
Polymermuster, die zu unterschiedlichen Zeiten während des Makrophagenbehandlungsschrittes genommen worden waren, wurden für 15 Minuten in destilliertem Wasser sonifiziert, 3-mal gespült und bei 25°C für 4 Stunden getrocknet. Die Bestimmung des Hydroperoxids (ROOH) unter Verwendung eines idiometrischen Assays wurde durchgeführt, wie von Fujimoto u.a., J. Polym. Chem., 31, 1035–1043 (1993) beschrieben. Diese Methode basiert auf der Reaktivität der Hydroperoxidgruppe, die Iodid zu Iodin oxidiert. Der resultierende Triiodid-Komplex (I3^–) wurde spektrophotometrisch bei 360 nm λ mit einem Beckman DU-8 Spektrophotometer (Beckman Instruments, Irvine, CA) gemessen. Diese Methode misst die komplette (Oberfläche zuzüglich Masse) Hydroperoxidkonzentration im Polymer.
5. Zellmorphologie und Oberflächenanalyse
Die Polymerfilme (0,12 mm dick) waren ausreichend dünn und transparent, um die Visualisierung von Zellen auf ihrer Oberfläche während der Zellkultivierung über optische Mikroskopie (OM) mit einem Olympus BX40 Lichtmikroskop zu er möglichen. Für die Untersuchung der Zellmorphologie mit REM wurden Proben nach 21 Tagen der Makrophagenzellkultur genommen. Sie wurden für die REM-Untersuchung durch Plazierung in einer kalten Fixierungslösung präpariert, die "PLASMA-LYTE" A (isotonische Lösung von Baxter Scientific, IL) und 1,5 % Glutaraldehyd enthielt. Sie wurden dann für 48 Stunden bei 4°C gelagert. Die Proben wurden dann vom Glutaraldehydfixierungsmittel entfernt, in "PLASMA-LYTE" A dreimal für jedes Mal 15 Minuten gespült. Darauf folgend wurden sie für 2 Stunden mit Palades Fixierungsmittel (4 Lösung von Osmiumtetroxid, Polysciences, Warrington, PA) nachfixiert Der Nachfixierung folgend wurden die Proben dreimal jeweils 10 Minuten mit "PLASMA-LYTE" A gespült, und dann unter Verwendung steigender Konzentrationen an Ethanol langsam dehydriert. Sie wurden abschließend kritisch punktgetrocknet durch Verwendung von CO₂. Die Polymeroberfläche wurde auch durch REM untersucht, der 10-tägigen Behandlung mit FeCl₂ folgend. Alle REM-Proben wurden präpariert und 2 Minuten bei 10 mA mit Gold-Palladium sputterbeschichtet, einen Humme IV Sputterer Coater (Anatech, Alexandria, VA) verwendend. Beobachtungen bei unterschiedlichen Vergrößerungen wurden mit einem Stereoscan 360 (Cambridge Instruments) Rasterelektronenmikroskop durchgeführt.
B. Ergebnisse
1. Morphologie von Mo/M⌀ Monolayern (einschichtigen Zellrasen)
Die morphologischen Änderungen der Zellmonolayer währen des Makrophagenbehandlungsschrittes auf den unterschiedlichen Oberflächen wurden unter Verwendung von OM- und REM-Analysen untersucht. OM-Analyse verwendend begannen Zellen im Standardmedium früh während der Kultivierung, ihre Größe zu steigern, was sich im Laufe der Zeit weiter steigerte.
Die Mo/M⌀-Monolayer zeigten im Standardmedium eine Vielzahl von Formen, Morphologien und Grade zytoplasmatischer Ausbreitung. Die morphologischen Änderungen, die zwischen 0 und 33 Tagen in diesen Zellen auftraten, waren umfangreich - gesteigerte Größe, zytoplasmatische Ausbreitung, ungewöhnliche angenommene Formen mit 60 μm Durchmesser entlang der großen Achse. Eine Abnahme der Anzahl von Zellen wurde im Standardkulturmedium beobachtet. Mo/M⌀-Monolayer, die mit DSP kultiviert wurden, zeigten keine Steigerung der Zellgröße; wenige Zellen wurden jedoch beobachtet, die eine zu diesen Kulturen im Standardmedium ähnliche Morphologie entwickelten.
Die REM-Analyse von 21-tägig kultivierten Zellen (Standardmedium) zeigten einen hohen Grad von Zellhaftung und Ausbreitung von Mo/M⌀s auf PEU. Die Zellen waren gewöhnlich hemisphärisch mit einem zentralen Nukleus und umfangreichen Membranverkrumpelungen, was auf zelluläre Aktivierung hinweist. Die Abmessungen der Zellen variierten zwischen 25 μm und 60 μm, abhängig vom Grad und der Exzentrizität der Ausbreitung. Im Gegensatz dazu zeigten Mo/M⌀s, die in Anwesenheit von 0,024 μg/ml DSP kultiviert wurden, einen kleineren Grad der Zellausbreitung. Die letzteren Zellen zeigten auch zahlreiche zytoplasmatische Prozesse (Membranverlängerungen). Die Nuklei dieser Zellen tendierten dazu, ziemlich hemisphärisch zu sein, während die Oberflächen der Zellen, die oft Vorsprünge enthielten, eine Vielzahl von Formen annahmen. Diese Zellen waren hochvariabel in der Größe aber waren gewöhnlich weniger als 35 mm entlang ihrer längeren Achse. Andere Testbedingungen – humane Mo/M⌀s, die in Anwesenheit von 240 μg/ml DSP kultiviert worden waren, und humane Lymphozyten, die in Standardmedium kultiviert worden waren, in dem ein lebensfähiger Zellmonolayer durch OM beobachtet wurde – zeigten keine Zellen auf der Polymeroberfläche, wenn sie mit REM untersucht wurden.
2. Polymer-Hydroperoxid-Untersuchung
6 (Kaninchen) und 7 (Mensch) zeigen die Hydroperoxidkonzentration in den Polymermustern, die unter verschiedenen, vorstehend beschriebenen Bedingungen behandelt wurden. Diese Bedingungen schlossen ein: (1) nur Standardkulturmedium (keine Zellen); (2) Polymermuster, die im Dunkeln bei Umgebungsbedingungen gelagert wurden (ohne Kulturmedium); (3) humane und Kaninchen Mo/M⌀s in Standardkulturmedium; (4) humane Lymphozyten in Standardkulturmedium; und (5) humane Mo/M⌀s in Standardkulturmedium zuzüglich DSP bei 0,024 μg/ml und 240 μg/ml.
Die Daten zeigen eine erhöhte Hydroperoxidkonzentration als eine Funktion der Kultivierungszeit und der Anwesenheit von Mo/M⌀s. Dieser Effekt war deutlich in AS-Mustern (Polymermuster, die vor der Behandlung in Aceton eingeweicht worden waren), die mit Mo/M⌀s irgendeiner Quelle (Kaninchen oder Mensch) in Standardmedium kultiviert wurde. Im Gegensatz dazu zeigten AS-Muster, die mit Lymphozyten oder Mo/M⌀s in Anwesenheit von DSP kultiviert wurden, signifikant niedrigere Hydroperoxidkonzentrationen. Dies war vergleichbar mit Niveaus der Hydroperoxidkonzentration in Mustern, die nur Kulturmedium inkubiert worden waren, und denen, die im Dunkeln bei Umgebungsbedingungen gelagert worden waren. Gleichermaßen zeigten nicht-AS-Muster (nicht vor der Behandlung in Aceton eingeweicht), die mit Mo/M⌀s kultiviert worden wurden die niedrigste Menge an Hydroperoxiden.
3. Oberflächenanalyse (REM)
Die REM-Untersuchung enthüllte substantielle Narbenbildung und Rissbildung bei den AS-PEU-Proben, die Mo/M⌀s ausgesetzt waren, mit dem gestressten (gefalteten) Bereich als der meist betroffenen Oberflächenregion. In dieser Region hatten sich Risse bis zu 20 μm Breite entwickelt. Die Risse starteten zuerst in Vertiefungen, um eine fibrilläre Struktur anzunehmen, und breiteten sich später senkrecht zu der angewendeten Belastungsrichtung aus, die durch das Falten verursacht wurde. Im Gegensatz dazu zeigten Muster, die mit Lymphozyten oder DSP kultiviert wurden, keine signifikante Beschädigung. AS PEU Proben, die Mo/M⌀s ausgesetzt waren gefolgt von FeCl₂ zeigten umfangreichere Beschädigung. Im Gegensatz dazu zeigten nicht-AS-PEU-Proben, die Mo/M⌀s ausgesetzt waren gefolgt von FeCl₂, keine nennenswerte Oberflächenbeschädigung. AS-PEU-Proben, die Mo/M⌀s zuzüglich DSP ausgesetzt waren gefolgt von FeCl₂, zeigten nur sehr gelegentliche Vertiefungen.
C. Schlussfolgerung
Diese Studie zeigt, dass Makrophagen an der Polyurethanoxidation beteiligt sind, wahrscheinlich durch Herbeiführen der Hydroperoxidbildung in der Polymerstruktur. Unter dem Einfluss von Stress oder Belastung degradieren Polymere mit ausreichend Hydroperoxid in Anwesenheit von Fe²⁺ Ionen auf eine Weise, die sehr der Rissbildung bei Stress ähnelt, die in-vivo beobachtet wurde. Gleichermaßen wurde in makrophagenkultiviertem PEU bei Anwesenheit von DSP eine Reduzierung der Hydroperoxidbildung ohne spätere ESC Entwicklung gezeigt.
Beispiel 2
In-vitro Modulation des Makrophagenphänotyps auf Dexamethason-beladenen Polymeren und sein Effekt auf die Polymerstabilität in einem humanen Makrophage/Fe/Stress-System
A. Materialien und Methoden
1. Test-Zelllinie; humane monozytenabgeleitete Makrophagen (Mo/M⌀s)
Die verwendete in-vitro Methode ist in Beispiel 1 beschrieben. Humanes venöses Blut wurde als Quelle von Zellen verwendet, die wie in Beispiel 1 beschrieben isoliert wurden.
2. Untersuchungsmaterialien
Dexamethason-beladenes "PELLETHANE" 80A (DEX/Pe80AS). Um diese Materialien vor dem Extrudieren vorzubereiten, wurde "PELLETHANE" 80A (Pe 80A, kommerziell erhältlich bei Dow Chemical, Midland, MI) 24 Stunden lang in einem Soxhlett-Extraktor unter Verwendung von Aceton extrahiert. Der Zweck dieses Verfahrens war die Entfernung von Antioxidanzien vom Polymer. Nach der Extraktion wurde das Material im Vakuum bei 50°C 4 Tage lang getrocknet. Dexamethason USP Mikronisiertes BP/EP (Lot 78AFT, Upjohn Co.) wurde über Nacht bei 40°C vakuumgetrocknet. Um Materialien mit unterschiedlichen Dexamethason (DEX) Gehalt herzustellen, wurde das Verhältnis vom Wirkstoff zu Polymer variiert, um 0,1 % und 1 (w/w) Wirkstoffbeladung zu erreichen. Die Extrusion von 0,02-Zoll (0,5 mm) Schichten wurde mit 0,1 % DEX/Pe80A und 1 % DEX/Pe80A Formulierungen erhalten.
"PELLETHANE" 80A Kontrolle (Pe80A). Dasselbe "PELLETHANE" 80A Polymer (Aceton extrahiert) verwendend wurden 0,5 mm (0,02-Zoll) Filme ohne DEX extrudiert. Die Extrusionsbedingungen mit und ohne Dexamethason waren ähnlich und so wie vom Hersteller empfohlen. Polymerscheiben, 6 mm im Durchmesser, wurden aus den Pe80A Test- und Kontrollschichten mit einem Biopsie-Locher ausgeschnitten. Polymermuster (n=16 pro Zustand) wurden dann unter sterilen Bedingungen auf den Boden der Bohrungen von 96-Bohrung-Zellkulturplatten (Mikrotiterplatten) angebracht.
3. In-vitro Polymerbehandlungen
Eine zweischrittige in-vitro Behandlung wurde bei 37°C ausgeführt, substantiell wie in Beispiel 1 beschrieben.
Makrophagenbehandlung Die PEU-Film-Muster (Test und Kontrolle) in den Mikrotiterplatten wurden mit einem frisch isolierten, aus menschlichen Monozyten abgeleiteten Makrophagen-Monolayer (hMo/M⌀s) bei einer Dichte von 3×10⁵ Zellen pro Bohrung bedeckt und in einem Standardmedium (RPMI-1640, 10% fötales Rinderserum, 0,2M L-Glutamin, 10 UI/ml Penicillin-G und 0,1 mg/ml Streptomycin) kultiviert. Eine 40-tägige Makrophagenbehandlung wurde unter Standardbedingungen (z.B. 5 % CO₂ und 95 % Luftfeuchte bei 37°C) durchgeführt. Frisch isolierte hMo/M⌀s wurden einmal in der Woche in die Bohrungen zugegeben. Unmittelbar vor der letzten Zellauffrischung wurden alle Bohrungen energisch mit Kulturmedium gespült, um alle Zellkomponenten und Rückstände loszulösen und zu entfernen, wonach ein frischer Makrophagen-Monolayer angewendet wurde. Nach dieser 40-tägigen Makrophagenbehandlung wurden dreifach Polymerproben für die Hydroperoxidbestimmung entfernt und fünffach für die Zweit-Schritt Behandlung.
FeCl₂ Behandlung. Der 40-tägigen Makrophagenbehandlung folgend wurden Muster präpariert und wie in Beispiel 1 beschrieben behandelt.
4. Iodometrie
Polymermuster, die nach dem 40-tägigen Makrophagenbehandlungsschritte genommen worden waren, wurden für 15 Minuten in destilliertem Wasser sonifiziert, dreimal gespült und bei 25°C für 4 Stunden getrocknet. Eine Hydroperoxidbestimmung (ROOH) wurde wie in Beispiel 1 beschrieben einen idiometrischen Assay verwendend durchgeführt.
5. Zellmorphologie und Oberflächenanalyse
OM-Beobachtung der kultivierten Zellen wurde während des Makrophagenbehandlungsschrittes durchgeführt. Gleichermaßen wurde die gestresste Polymeroberfläche durch REM untersucht, einer 10-tägigen Behandlung mit FeCl₂ folgend. Die Muster für die REM Untersuchung wurden mit destilliertem Wasser gespült und bei Zimmertemperatur getrocknet. Alle REM-Proben wurden präpariert und 2 Minuten bei 10 mA mit Gold-Palladium sputterbeschichtet (≈ 100 Angström Beschichtungsdicke), einen Humme IV Sputterer Coater (Anatech, Alexandria, VA) verwendend. Beobachtungen bei unterschiedlichen Vergrößerungen wurden mit einem Stereoscan 360 (Cambridge Instruments) Rasterelektronenmikroskop durchgeführt.
6. Kinetik der DEX Elution von DEX/PEU Testmaterialien
DEX-Freisetzungsprofile von 0,1 % DEX/Pe80A und 1 DEX/Pe80A wurden in-vitro bei 37°C in PBS bestimmt. Jedes der Materialien wurde in dreifacher Ausfertigung laufen gelassen. Das Verfahren schloss das Eintauchen von vier Platten mit 15 mm Durchmesser (0,3659 ± 0,02 g) in 15 ml Phosphatpuffer (Produktnr. P-4417, Sigma Chemical Co., St. Louis, MO). Die durchschnittliche Dicke der Platten war 0,47 ± 0,06 mm. Während eines Zeitraumes von 32 Tagen wurden zu verschiedenen Zeitpunkten 800 μl Puffer für die Analyse entnommen und mit frischem Puffer ersetzt, um das Elutionsvolumen konstant zu halten. Die Aliquots wurden bis zur HPLC-Analyse kalt gelagert (4°C).
7. HPLC-Analyse
DEX wurde über Reversphasen-Chromatographie und UV-erkennender Detektion anlysiert. Eine Octadecylsilan-Säule (Produktnr. 07125, Tosohaas Bioseparations Specialists, Montgomeryville, PA) und eine aus Methanol und Phosphatpuffer bestehende mobile Phase (100 mM, pH 5,6) wurden für diesen Zweck gewählt. Weiterhin blieben die Durchflussrate (1,0 ml/Minute) und verwendete Detektionswellenlänge, Spitzenbereiche und Autointegration für alle Experimente konstant. Aus diesen Daten wurden ein kumulatives Elutionsprofil und eine tägliche DEX-Elution berechnet.
8. Zytokin-Analyse
Um die in-vitro Expression von IL-1α und IL-8 einzuschätzen, wurden humane primäre Monozyten mit verschiedenen Konzentrationen von DEX (2,5, 0,25 und 0,025 μg/ml) und Methotrexat (50, 5 und 0,5 μg/ml) inkubiert. Mit diesen Substanzen wurde eine höhere Rate der IL-1 und IL-8 Hemmung wurde beobachtet, wobei DEX das höchste Niveau der Hemmung hatte. Die Hemmung schien Dosis- und Inkubationszeitabhängig zu sein. Diese Ergebnisse unterstützten weitergehend die antiinflammatorische Fähigkeit und die Effekte dieser Substanzen auf humane Makrophagen.
B. Ergebnisse
1. Morphologie von Mo/M⌀s Monolayern (einschichtigen Zellrasen)
Die morphologischen Änderungen der Zellmonolayer während des Makrophagenbehandlungsschrittes auf den unterschiedlichen Oberflächen wurden untersucht. Eine 100× OM-Beobachtung durch eine Pe80A Kontrollschicht zeigte eine gleichmä ßige Zellverteilung. Die morphologischen Veränderungen, die in diesen Zellen zwischen 1 und 40 Tagen auftraten, waren umfangreich und es zeigte sich, dass sie für jeden Materialzustand anders waren. Humane Mo/M⌀s Monolayer auf den Testoberflächen (DEX/Pe80AS) und auf Kontrolloberflächen (Pe80A) bei 3 Tagen Kultur deuteten auf wenige oder keine Unterschiede.
Bei späterer Analyse, 20 Tage, wurden innerhalb der Monolayer der verschiedenen Oberflächen erkennbare Unterschiede beobachtet. Während auf Pe80A Kontrollmaterialien ein viel größeres Verhältnis von Makrophagen mit gesteigerter Größe und einem höheren Grad zytoplasmatischer Ausbreitung beobachtet wurden, wurden auf DEX/Pe80A kultivierte Mo/M⌀s beobachtet, die rund geformt waren mit kürzerem Durchmesser und mit geringerer Dichte. Eine Untersuchung nach 40 Tagen Polymerbehandlung zeigten denselben Zellphänotyp, der nach 20 Tagen gesehen worden war, obgleich einen deutlicheren Effekt oder Zellen mit einem maximalen Durchmesser von 60 mm entlang ihrer längeren Achse bei Kontrollen und bis zu 20 um bei Testmaterialien.
2. Polymer-Hydroperoxid-Untersuchung
8 zeigt die Hydroperoxidkonzentration in den Polymermustern nach dem 40-tägigen Makrophagenbehandlungsschritt. Die Bildung von ROOH in Pe80A folgte einem DEX-abhängigen Effekt. Signifikant niedrigere ROOH-Konzentrationen wurden in DEX/Pe80A Mustern beobachtet.
So waren nach 40 Tagen hMo/M⌀s Behandlung 0,5 ± 0,1 und 0,9 ± 0,04 μmol ROOH/g Polymer in DEX/Pe80AS (0,1 % bzw. 1 w/w) enthalten. Im Gegensatz dazu waren 1,4 ± 0,02 μmol ROOH/g Polymer im Kontrollmaterial enthalten.
3. Oberflächenanalyse (OM und REM)
Während der FeCl₂-Behandlung wurde eine tägliche OM-Beobachtung gestresster Polymermuster durchgeführt bei einer 40× Gesamtvergrößerung mit einem Olympus SZH10 Forschungs-Stereomikroskop (Olympus Optical Co. LTD). Erkennbare Oberflächenveränderungen wurden beginnend bei 4 Tagen Inkubation in FeCl₂ bei 37°C offensichtlich. Bei 6 Tagen waren gut entwickelte Vertiefungen und Risse in den Bereichen größeren Stresses in allen Proben des Pe80A Kontrollmaterials. Unter denselben Behandlungsbedingungen zeigten beide DEX/Pe80A Muster, 0,1 % und 1 %, eine glänzende Oberfläche ohne offensichtliche Beschädigung. Um die Beschädigung der Testproben auszudehnen und um die Beschädigung der Testmaterialien herbeizuführen, wurde die FeCl₂-Behandlung auf bis zu 10 Tage erweitert, wonach die Proben im REM analysiert wurden.
Die REM-Untersuchung enthüllte substantielle Narbenbildung und Rissbildung bei den Pe80A Kontrollproben, mit dem gestressten (gefalteten) Bereich als der meist betroffenen Oberflächenregion. In dieser Region hatten sich Risse bis zu 70 μm Breite entwickelt. Die Risse starteten zuerst in Vertiefungen, um eine fibrilläre Struktur anzunehmen, und breiteten sich später senkrecht zu der angewendeten Belastungsrichtung aus, die durch das Falten verursacht wurde. Im Gegensatz dazu zeigte keine der DEX/Pe80A Muster Beschädigung; vielmehr wurde eine glatte Oberfläche bei beiden DEX-enthaltenden Mustern beobachtet.
In einem Versuch, semiquantitative Daten von dieser Untersuchung zu erhalten, wurde ein experimentelles X/Y-Klassifizierungssystem übernommen. In einem X/Y-System, das die Tiefe der Risse (X) und die Verlängerung der Oberfläche, die von Beschädigung durch Rissbildung durch umweltbe dingten Stress (RUS) betroffen ist, (Y) untersucht, wird das Produkt verwendet, um die verschiedenen Testbedingungen zu vergleichen. Die Ergebnisse können von 0 bis 25 gehen, wobei das Niedrigste auf die geringste Beschädigung hinweist. Tabelle 2 zeigt die Einschätzung der Biostabilitätsuntersuchung von Mustern, einer 40-tägigen Behandlung mit humanen Mo/M⌀s und 10 Tagen mit FeCl₂ folgend. Die abschließende Einschätzung dieser experimentellen Punktemethode wird als der Durchschnitt des Produktes der X und Y Werte ausgedrückt. Tabelle 2. Untersuchung der in-vitro Biostabilität von DEX/Pe80A Schichten
n=5. Abschließende Einschätzung ausgedrückt als Mittelwert. Beobachtung bei 70-100x. Experimentelle Klassifizierung = X/Y,
X quantifiziert die Tiefe der Risse und Y quantifiziert den Umfang der gestressten Oberflächenbedeckung.
X = 0 (keine Veränderungen); 1 (Veränderung, aber keine Risse, raureifartige Bereiche); 2 (Vertiefungen); 3 (Risse bis halb durch die Schichtwand); 4 (zusammenfließende Risse); 5 (Risse 100 % durch die Schlauchwand, Versagen).
Y = 0 (keine Veränderungen); 1 (über < 20 % der Oberfläche); 2 (über >20 und < 40 % der Oberfläche); 3 (über >40 und < 60 % der Oberfläche); 4 (über >60 und < 80 % der Oberfläche); 5 (über >80 % der Oberfläche).
4. Profil der DEX Elution von DEX/Pe80AS
9 zeigt die Menge der DEX Elution pro Materialoberflächenbereich (cm²) über einen Zeitraum von 32 Tagen. Unabhängig von der DEX-Beladung des Materials wurde ein einleitender DEX-Freisetzungs-Ausbruch an Tag 1 beobachtet. Wie vermutet war die Menge der DEX-Freisetzung direkt abhängig von der Gesamt-DEX-Konzentration im Polymer. Am ersten Tag wurden 1,6 ± 0,2 und 19,5 ± 0,4 μg DEX pro cm² Material (0,1 % bzw. 1 % DEX/Pe80AS) eluiert. Diese Freisetzung ging danach scharf zurück. Von Tag 5 bis Tag 32 gab es ein langsam sinkendes Elutionsniveau. Nach diesem graduellen Rückgang wurde an Tag 32 eine Freisetzung von 0,02 ± 0,01 und 0,06 ± 0,03 mg/Tag/cm² registriert.
C. Schlussfolgerung
Es wurde gezeigt, dass dieses in-vitro biologische System ein effektives Hilfsmittel für die Untersuchung von Polymerabbau ist. Die Verwendung von Komponenten, die im Körper während der Wirtsantwort vorliegen und verfügbar sind (z.B. Mo/M⌀s, Fe, Stress), machen es zu einer ziemlich realistischen Methode, um die RUS Degradation zu wiederholen. Diese Beobachtungen lassen darauf schließen, dass Fe²⁺ Ionen den Hydroperoxidabbau beschleunigen, was in einem degradierten Polymer resultiert, und dass die Abmodulation der Fähigkeit der Makrophagen, reaktive Sauerstoffarten zu bilden, durch eine kontrollierte DEX-Freisetzung den einleitenden Schritten, die zum Polymerabbau führen, vorbeugt. Die Wirksamkeit dieses Ansatzes wurde in dieser Studie durch die Reduzierung der Hydroperoxidbildung und keine weitere RUS-Beschädigung der Polyurethane (Pe80A), die mit DEX beladen und im Mo/M⌀s/Fe/Stress-System behandelt worden waren, gezeigt.
Beispiel 3
In-vivo Biostabilität von Dexamethason/Polymer Überzüge in einem beschleunigten Testmodell
A. Materialien und Methoden
1. Biostabilitäts-Proben-Gestaltung
Jede Biostabilitätsprobe bestand aus einem Stück beschichtetem Testschlauch oder Kontrollschlauch gezerrt auf eine Verlängerung von 400 %. Polysulfondorne wurden verwendet., um den gezerrten Schlauch zu unterstützen. Eine 2-0 Ticron-Naht wurde verwendet, um die Spannung der Schlauchproben über den Dornen zu halten. Die Implantationsmaterialfäden bestanden aus fünf Proben, die spezifisch für Test- oder Kontrollbedingungen gemacht wurden. Jedem Kaninchen wurden in das subkutane Gewebe des Rückens vier 5-Proben-Fäden implantiert. Jeder Faden wurde über ein angehängte Glasperle identifiziert, deren Farbe kodiert war, um die Beschichtungs-/Kontrollbedingungen widerzuspiegeln. Die Implantatmaterialfäden maßen ungefähr 0,3 cm im Durchmesser und 7,0 cm in der Länge. Insgesamt wurden 120 Proben von 6 Zuständen in 6 Kaninchen implantiert, 20 pro Tier und 5 von jedem Zustand.
2. Testbeschichtungen
Es wurden verschiedene Formulierungen von DEX/Pe80A mit variierten DEX Konzentrationen vorbereitet. Auf der Basis der DEX Konzentrationen (w/w) waren die Lösungen 0,1% DEX/Pe80A, 1 % DEX/Pe80A, 5 % DEX/Pe80A und Pe80A (w/o DEX). Die Lösungen wurden bei 5 % Konzentration von Feststoffen in THF präpariert und wurden für Eintauchbeschichtung von "PELLETHANE" 2363 80A Schlauch (Pe80A, Dow Chemical Co., Midland, MI), c/c (kalt/kalt Extrusionsverfahren), 1,77 mm (0,070 Zoll) ID × 2,03 mm (0,080 Zoll) OD, verwendet. Als Negativkontrolle wurde Pe 2363 80A Schlauch, h/h (heiß/heiß Verfahren), 1,77 mm (0,070 Zoll) ID × 2,03 mm (0,080 Zoll) OD, verwendet.
Schnitte der kalt/kalt Pe80A Schläuche wurden mit den verschiedenen DEX/Pe80A Präparationen durch 1 oder mehrere Eintauchvorgänge wie folgt beschichtet:

Pe80A c/c Schläuche beschichtet (1 Eintauchvorgang) mit 0,1% DEX/Pe80A – resultiert in etwa 2,4 μg/cm² DEX anfänglich und ungefähr 0,6 μg/cm² DEX nach 400 % Verlängerung (hierin darauf bezogen als 1/0,1DEX/Pe80A).
Pe80A c/c Schläuche beschichtet (1 Eintauchvorgang) mit 1 DEX/Pe80A – resultiert in etwa 22 μg/cm² DEX anfänglich und ungefähr 5,4 μg/cm² DEX nach 400 % Verlängerung (hierin darauf bezogen als 1/1DEX/Pe80A).
Pe80A c/c Schläuche beschichtet (1 Eintauchvorgang) mit 5 % DEX/Pe80A – resultiert in etwa 120 μg/cm² DEX anfänglich und ungefähr 30 μg/cm² DEX nach 400 % Verlängerung (hierin darauf bezogen als 1/5DEX/Pe80A); und
Pe80A c/c Schläuche beschichtet (4 Eintauchvorgänge) mit 5 DEX/Pe80A – resultiert in etwa 373 μg/cm² DEX anfänglich und ungefähr 93 μg/cm² DEX nach 400 % Verlängerung (hierin darauf bezogen als 4/5DEX/Pe80A).

Alle Proben wurden sterilisiert mit einem Zyklus Ethylenoxid, wie es nach dem Stand der Technik wohl bekannt ist.
3. Kontrollbeschichtungen
Als Positivkontrolle wurde Pe80A-beschichtet (1 Eintauchvorgang) Pe 2363 80A Schlauch, c/c, 1,77 mm (0,070 Zoll) ID × 2,03 mm (0,080 Zoll) OD, verwendet. Als Negativkontrolle wurde nichtbeschichteter Pe 2363 80A Schlauch, h/h, 1,77 mm (0,070 Zoll) ID × 2,03 mm (0,080 Zoll) OD, verwendet. Bei Biostabilitätsproben in diesem Zustand wurde bei 150°C für 15 Minuten Stress abgebaut (S.A.). Alle Proben wurden bei 400 % Belastung präpariert. Die Kontrollen wurden mit Ethylenoxid sterilisiert.
4. Testtiere
Sechs (6) gesunde, erwachsene, männliche oder weibliche neuseeländische weiße Kaninchen wurden verwendet. Alle Test- und Kontroll-Biostabilitätsproben wurden bei allgemeiner Anästhesie implantiert. Insgesamt 20 Biostabilitätsproben wurden in jedes Tier implantiert. Aufgrund des potentiellen Kreuzeffekts von Dexamethason wurden zwei Tieren Kontrollen implantiert und vier Tieren DEX-enthaltende Proben. Die individuellen Proben wurden in Fäden zusammengesetzt, mit fünf Proben pro Faden. Jeder Faden hatte eine farbige Glasperle, um jeden experimentellen Zustand zu identifizieren. Sie wurden in das subkutane Gewebe der Rücken der Kaninchen implantiert. Zwei Fäden wurden auf der linken Seite des Rückgrats parallel zur dorsalen Mittellinie implantiert. Zwei Fäden wurden auf der rechten Seite des Rückgrats parallel zur dorsalen Mittellinie implan tiert. Tötung und Explantation der Proben wurden zu zwei Zeitpunkten ausgeführt, 6 und 10 Wochen (10 Proben pro Zustand und pro Zeitpunkt).
5. Beschleunigtes Biostabilität-Testmodell
Ein beschleunigtes in-vivo Biostabilitäts-Testmodell wurde verwendet. Schnitte von Test und Kontrollschläuchen wurden bei 400 % Verlängerung präpariert. Die Negativkontrolle (Pe80A h/h) wurde bei 150°C für 15 Minuten Stress abgebaut (S.A.). Nach einem Zyklus der Ethylenoxid-Sterilisierung wurden die Probenfäden implantiert.
6. Proben-Analyse
Nach dem Ende der Kaninchen wurden die Proben explantiert. Makroskopisch wurde an den Implantatsstellen keine abnormale Gewebeantwort festgehalten. Die Proben wurden von Gewebe befreit und mit destilliertem Wasser gespült. Nach Trocknung wurden die Proben durch optische Mikroskopie bei bis zu 70× ohne weitere Probenpräparation untersucht. Für die Analyse wurden die Proben bezüglich Rissbildung durch umweltbedingten Stress klassifiziert, auf eine Weite ähnlich der in Beispiel 2 (Tabelle 2) beschriebenen. Jede individuelle Klassifizierung war geringfügig verschieden, allerdings waren die Wertebereiche für X und Y ähnlich (X = 0 (keine Veränderungen) bis 5 (Risse 100 % durch die Schlauchwand, Versagen) und Y = 0 (keine Veränderungen) bis 5 (über >80 % der Oberfläche).
B. Ergebnisse
Am Ende der Postimplantationswoche 6 und 10 wurden 3 Tiere pro Zeitpunkt getötet und die Proben explantiert. Die explantierten Proben wurden von Gewebe befreit und für die Untersuchung mit optischem Mikroskop (OM) getrocknet. Repräsentative Proben wurden auch durch Rasterelektronenmikroskopie (REM) untersucht (die Proben wurden wie in Beispiel 1 beschrieben getrocknet, präpariert und mit Gold-Palladium sputterbeschichtet). Unter dem OM wurden die Proben nach Fehlern und Brüchen inspiziert.
Insgesamt zeigten die Ergebnisse das folgende:

1. Positivkontrolle (schlimmster Fall), Pe80A (keinDEX). Bei 6 Wochen zeigten 4 Proben RUS-Versagen (Rate 5/1), mit seichten Rissen und nahem Versagen bei 3 Proben beobachtet. Bei 10 Wochen trat RUS-Versagen bei allen außer 2 Proben aus.
2. 1/0,1DEX/Pe80R Testbeschichtung (0,6 μg DEX/cm²). Bei 6 Wochen zeigten 6 Proben RUS-Versagen und vier zeigten keine Veränderungen. Bei 10 Wochen versagten 6 Proben und 3 zeigten keine RUS-Veränderungen.
3. 1/1DEX/Pe80A Testbeschichtung (5,4 ± 0,7 μg DEX/cm²). Bei 6 Wochen zeigten 4 Proben Versagen, 1 nahes Versagen und 5 ohne RUS-Veränderungen. Bei 10 Wochen zeigten alle Proben ausgenommen ein RUS-Versagen.
4. 1/5DEX/Pe80A Testbeschichtung (30 ± 0,6 μg DEX/cm²). Bei 6 Wochen wurde auf keine versagenden Proben gestoßen. Bei 10 Wochen zeigten 6 Proben RUS-Versagen.
5. 4/5DEX/Pe80A Testbeschichtung (93,1 μg DEX/cm²). Bei 6 Wochen zeigt keine der 10 Proben RUS-Versagen. Bei 10 Wochen zeigten 4 Proben RUS-Versagen. Die verbliebenen 6 Proben hatten keine RUS.
6. Negativkontrolle (bester Fall), Pe80A h/h S.A. (Stress abgebaut). Bei 6 Wochen wurde bei 8 Proben kein RUS gefunden, während 2 Proben minimale Veränderungen zeigten und seichte Risse. Bei 10 Wochen hatten 4 von 10 Proben seichte RUS. Die verbliebenen 6 Proben hatten keine RUS.

Bei einigen der 1-Eintauchvorgang-Muster wurden ovale Bereiche fehlerhafter Beschichtung beobachtet. Dieser Defekt schien mit der RUS-Beschädigung zu korrelieren (Risse und seichte Risse) in dem Bereich.
Der Schutzmechanismus scheint so lange effektiv zu sein, wie eine adäquate Menge von DEX in der Beschichtung vorhanden ist. Dies wird gestützt durch die klare DEX-Dosen-Abhängigkeit der Ergebnisse. 10, die eine Zusammenfassung der höchsten Werte bezogen auf die RUS Klassifizierung pro Muster und Zeitpunkt darstellt, zeigt grafisch, dass während die Beschichtung mit 30 μg/cm² DEX (1/5DEX/Pe80A) effektiv war beim Vorbeugen der Oberflächenbeschädigung bis zu 6 Wochen, eine umfangreiche Beschädigung bei 10 Wochen beobachtet wurde, ähnlich dem Zustand der Positivkontrolle. Im Gegensatz dazu schnitten Beschichtungen, die 93,1 μg/cm² DEX (4/5DEX/Pe80A) enthielten, zu beiden Zeitpunkten besser ab als die Positivkontrollen.
C. Schlussfolgerung
Diese Studie zeigt, dass Dexamethason einen Schutzeffekt auf den Bioabbau von Polymeren hat und der Entwicklung von Rissbildung durch umweltbedingten Stress in oxidationsanfälligem Polyurethan vorbeugt.
Beispiel 4
Antiinflammatorische Vorrichtungen In-vivo Studien
A. Materialien und Methoden
1. Testtiere
Die für die Implantation verwendeten Tiere waren 3 Monate alt, 250–300 g Körpergewicht, weibliche Sprague Dawley Ratten, erworben bei Charles River Laboratories, Wilmington, MA.
2. Käfig-Testsystem
Das Metalldrahtmaschengewebe, aus dem die Käfige gemacht wurden, war Tyo 304 Edelstahl mit einer Maschengröße von 24, einem Drahtdurchmesser von 0,254 mm und 0,8 mm × 0,8 mm messenden Zwischenräumen (Cleveland Wire Cloth and Manufacturing Co., Cleveland, OH). Die Abmessungen der Käfige waren ungefähr 3,5 cm Länge und 1,0 cm Durchmesser. Jeder Käfig enthielt ein Stück Kontroll- oder Testmaterial von Interesse. Leere Käfige wurden als Testkontrollen verwendet. Diese Käfige wurden verpackt und sterilisiert mit Ethylenoxid, wie es nach dem Stand der Technik wohlbekannt ist.
3. Untersuchungsmaterialien
Dexamethason-beladenes Polyurethan. Ein segmentiertes aliphatisches Polyurethan, wie in dem US-Patent Nr. 4.873.308 (Coury u.a.) beschrieben, ohne Zusätze wurde mit micronisiertem, freiem Ausgangs-Dexamethason USP (DEX, Upjohn Co.) beladen, ein Kosolvationsverfahren verwendend. Die geeignete Menge DEX wurde in Tetrahydrofuran (ohne butyliertes Hydroxytoluol, Aldrich Chemical Co., Milwaukee, WI) gelöst, gefolgt von dem Polymer. Die Lösungen enthielten 14 % Feststoff und 1 % und 20 % DEX. Die Lösung wurde in 9,5 cm × 9,5 cm "TEFLON" Tabletts gegossen. Die 20 % DEX-enthaltende Schicht wurde in einem Gefrierschrank 4 Tage bei –17°C getrocknet und dann 2 Tage in einem Vakuumofen bei 50°C und –1,01 bar (–30 Zoll Hg). Die 1% DEX-enthaltende Schicht und die Kontrollschicht (kein DEX) wurden 1 Tag bei Umgebungsbedingungen getrocknet, 4 Tage bei 50°C und dann 3 Tage bei 50°C und –1,01 bar (–30 Zoll Hg). Die getrocknete 20 Schicht hatte eine Dicke von 0,7 mm, und die 1 % Schicht und die Kontrollschicht hatten Dicken im Bereich von 0,44 mm bis 0, 62 mm. Muster mit einem Gewicht von 24, 97 ± 0, 04 mg (Kontrolle), 24,98 ± 0,05 mg (1D) und 25,01 ± 0,06 mg (20D) wurden präpariert, in Käfigen plaziert und mit Ethylenoxid sterilisiert.
4. Implantationsverfahren
Ein Käfig wurde subkutan auf jeder der rechten und linken Seite anästhesierter Testtiere implantiert. Zu Implantationszwecken wurden die 33 Ratten in 2 Gruppen unterteilt. In der ersten Gruppe wurden 15 Tiere implantiert. In der zweiten Gruppe wurden 18 Tiere implantiert. Ein Einschnitt von 1,0 cm bis 1,5 cm wurde in der Haut ungefähr 2 cm oberhalb des Schwanzes und entlang der Mittellinie gemacht. Eine Tasche wurde in dem subkutanen Raum gebildet, gerade unterhalb des rechten oder linken Schulterblatts, eine stumpfe Sektion verwendend. Ein Käfigmuster wurde dann durch den Einschnitt eingesetzt und auf Höhe des Panniculuc carnosus positioniert, mit dem Saum plaziert gegen den unterliegenden Muskel. Ein anderes Käfigmuster wurde auf der anderen Seite der Ratte auf dieselbe Weise implantiert. Der Hauteinschnitt wurde mit Klemmen (Fisher Scientific, Pittsburgh, PA) verschlossen. Die verschlossene Wunde wurde dann sanft mit Betadin-Lösung besprüht.
5. Exudat-Analyse (Analyse der Ausscheidungsflüssigkeit)
Exudat wurde an den Tagen 4, 7, 14 und 21 nach der Implantation mit Spritzen von den Käfigen aspiriert. Um Interferenzen mit der inflammatorischen Antwort des Körpers zu vermeiden, wurde nicht mehr als 0,3 ml Exudat von jedem Käfig zu jedem Zeitpunkt entnommen. Gesamte und differentielle Zellzählungen wurden durch Personal, das keine Information über die Identifizierung des Exudats hatte, mit Standardtechniken durchgeführt. Nach dem Tag 21 der Exudat-Probenentnahme wurden die Ratten durch Kohlendioxid-Erstickung getötet.
6. Gesamtzellzahl
Um die Anwesenheit von Infektionen zu überprüfen, wurde ein Aliquot von jeder Exudatsprobe auf 5 % Schafblut-Agarplatten kultiviert. Unmittelbar nachdem das Exudat an den Tagen 4, 7, 14 und 21 nach der Implantation weggenommen worden war, wurde die Gesamtzellzahl für jedes Exudat über Hämocytometer-Zählung bestimmt.
7. Differentielle Zellzählung
Ein Aliquot des Exudats, das ungefähr 15.000 weißen Blutzellen (Leukozyten) umfasste, wurde in ein Teströhrchen mit 300 ml RPMI-1640 überführt. Aliquots (200 μL) der Zellsuspension wurden mit einem Zytozentrifuge (Shandon Inc., Pittsburgh, PA) auf einen sauberen Microobjektträger aus Glas geschleudert. Diese Microobjektträger wurden mit "DIFF-QUICK"-Färbung (Baxter Scientific, McGraw, IL) in Übereinstimmung mit den Empfehlungen des Herstellers gefärbt und für eine quantitative differentielle Zellzählung verwendet. Von polymorphonuklearen (PMNs) Monozyten gewonnene Makrophagen (Mo/M⌀s) sowie Lymphozyten waren die bei dieser Analyse gezählten Zellarten.
8. Käfig-Analyse
Nach der Exudatentnahme am 21. Tag, wurden die implantierten Käfige von den getöteten Tieren entfernt und unmittelbar danach makroskopisch untersucht. Die obere Kante des Käfigs wurde mit einer Schere entlang dem inneren Oberflächensaum geschnitten. Intakte und geöffneten Käfige wurde untersucht und beschrieben. Nach der Analyse wurden die Käfigen in 1-%ige Formalingefäße eingetaucht.
Um die Menge des fibrösen Gewebes in den explantierten Käfige einzuschätzen, wurden die Käfige bei 60°C 72 Stunden lang getrocknet und ihr Trockengewicht wurde aufgezeichnet. Nach der Gewebeverdauung durch 2-stündiges Käfigeintauchen in 6N KOH bei 80°C wurde das Gewicht jedes Edelstahlkäfigs erneut aufgezeichnet. Das trockene Gewebegewicht (Trockengewebe/(Gesamtkäfiggewicht – Edelstahlgewicht des Käfigs) pro Käfig wurde berechnet.
9. Material-Oberflächenanalyse
Polymerproben wurden, da wo es möglich war, mit Pinzetten zurückerhalten, mit "PLASMA-LYTE" A (Baxter Scientific, Mc-Graw Park, IL) gespült und auf einem Mikroobjektträger plaziert. Die Proben wurden dann mit einer Rasierklinge in zwei Stücke geschnitten. Ein Stück wurde in einem kalten Fixierungsmittel plaziert, das "PLASMA-LYTE" A und 1,5% Glutaraldehyd umfasste und bei 4% gelagert. Das andere Stück wurde in ein alkoholisches Fixierungsmittel plaziert und anschließend mit "DIFF-QUICK"-Färbung gefärbt.
Die Polymerfilme (0,6 mm dick) waren ausreichend dünn und transparent, um die Sichtbarmachung der gefärbten adhärenten Leukozyten durch optische Mikroskopie (OM) mit einem Olympus BX40 Lichtmikroskop zu ermöglichen. Die gefärbten Polymerproben wurden anfänglichen auf beiden Seiten charakterisiert, die sehr ähnlich waren, mit zahlreichen an jeder Oberfläche haftenden Leukozyten. Jede der Substratoberfläche anhängende Zelle wurde bei 45× differentiell gezählt. Jede Fremdkörperriesenzelle (FBGC) wurde als einzelne Zelle gezählt; obwohl die Anzahl der in jeder FBGC enthaltenen Nuklei auch aufgezeichnet wurde.
Für die REM-Untersuchung wurden Proben aus dem Glutaraldehydfixierungsmittel entnommen, dreimal für jedes Mal 15 Minuten in "PLASMA-LYTE" A gespült und wie in Beispiel 1 beschrieben vorbereitet.
10. Statistische Analyse
Die Daten werden als Mittelwert ± SD dargestellt. Für die Gesamtzellzahl wurde der ungepaarte Student's t-Test bei einer Vertrauensbasis von 95 % (p < 0,05)) angewendet, um die Gruppenmittelwerte zu vergleichen. Testmaterialien 1D (1 % DEX) und 20D (20 % DEX) wurden mit der PU-Kontrollschicht verglichen, die mit THF (A) und einem leeren Käfig (EC) hergestellt worden war.
B. Ergebnisse
1. Exudat-Analyse /Analyse der Ausscheidung)
Die Leukozytendichten in Exudat-Proben, die aus den differentiellen Materialien bei 4, 7, 14 und 21 Tagen nach der Implantation heraus geholt wurden, sind graphisch in 11 dargestellt. Eine graduelle Erhöhung der Zelldichte war nach 4 Tagen bei alle Testbedingungen offensichtlich. DEX-enthaltende Materialien (1D und 20D) erzeugten während der gesamten Implantationszeit deutlich geringere Zellanzahlen.
Dieser Effekt war statistisch signifikant nach 14 und 21 Tagen für 1D und nach 7 Tagen für 20D.
Nach 4 Tagen erzeugte 1D 90 % und 20D nur 40 % der Zellanzahl, die durch das Kontrollmaterial (A) erzeugt worden war. Nach 21 Tagen enthielt 1D-Exudate nur 13,9 % der Zellzahl, die in Exudaten des Kontrollpolyurethans beobachtet wurden. Die Analyse von 20D Material endete leider nach 7 Tagen wegen einer Infektion. Ein Vergleich der Kontrollmaterialien zeigte, dass die Wahl des Lösungsmittels (THF und NMP), das bei der Vorbereitung der PU-Schicht verwendet wird, eine Auswirkung auf die Ergebnisse hatte.
Alle Zellarten im Exudat, einschließlich PMNs, Makrophagen und Lymphozyten, nahmen nach der Implantation im Laufe der Zeit ab. Am 4. Tag wurden die Leukozyten von Polymorphonuklearen (PMNs) und Makrophagen (Mos) dominiert. Zu späteren Zeitpunkten gab es jedoch einen rapiden Rückgang der Prozentsatzes an PMNs, was die Etablierung einer chronischen inflammatorischen Antwort widerspiegelt. Während die Konzentration der drei Leukozytenzelltypen in dem Exudat mit der Zeit niedriger wurde, stieg die beträchtliche Abnahme der PMNs, die für den Prozentsatz sorgte, wie für die zwei mononuklearen Zellarten beobachtet. Nur Makrophagen und FBGCs waren auf der Materialoberfläche nach 21 Tagen anwesend, obwohl Makrophagen, Lymphozyten und PMNs charakteristisch in Exudate beobachtet wurden. Die Gesamtzellzahl im Exudat bei Testmaterialien, die 1 % DEX (1D) und 20 DEX (20D) enthielten, erzeugte deutlich niedrigere Zellzahlen als Kontrollmaterialien A und EC, was darauf hinweist, dass sie signifikant weniger Potential haben, Entzündung auszulösen. Dieser Effekt wurde während der Untersuchung von 1D aufrecht erhalten. Die niedrige PMN-Anzahl, die nach 14 Tagen (ungefähr 5 Zellen/μl Exudat) und nach 21 Tagen (ungefähr 0,5 Zellen/μl Exudat) in den 1D-Exudaten beobach tet wurde, legt nahe, dass es wenig oder kein Einwandern neu rekrutierter PMNs in die Entzündungsstelle gab. Mit anderen Worten, es herrschte ein milder chronischer inflammatorischer Status vor, nachdem die akute Phase beendet worden war. Im Gegensatz dazu waren PMNs nach 14 und 21 Tagen immer noch im Exudat von Kontrolle A und EC vorhanden, was darauf hinweist, dass Dexamethason den Prozess hin zu einer vollständigen Wundeheilungsantwort beschleunigen könnte.
2. Material-Oberflächenanalyse
Dramatische makrokopische Unterschiede wurden zwischen DEX/PU-enthaltenden Käfigen und anderen Käfigen beobachtet. Die fibröse Kapselbildung war bedeutend niedriger bei 1D-Käfigen (40,6 ± 10,6 mg Trockengewebe pro Käfig) als in Käfigen der Kontrolle A (218,1 ± 72 mg Trockengewebe pro Käfig) oder leeren Käfigen (207,9 ± 70,7 mg Trockengewebe pro Käfig). Dies zeigt die Effektivität von Dexamethason bei der Reduzierung der Kollagenproduktion bei Geweben, die ein Implantat umgeben.
Eine Oberflächenanalyse der Materialien nach 21 Tage Implantation zeigte die Anhaftung von Zellen der Makrophagenlinie. Durch Lichtmikroskopie bei 45× wurde die Mehrheit der haftende Zellen leicht als FBGCs identifiziert, obwohl einige der beobachteten Zellen eine klassische Makrophagenmorphologie zeigten.
Unterschiedliche Dichten adhärenter Leukozyten waren auf der Öberflächen vorhanden. Die meisten Oberflächen wiesen auf eine mehr oder weniger zufällige Zellverteilung hin; es gab jedoch Bereiche mit hoher Zellpopulationsdichte, Bereiche mit vereinzelten Zellen sowie gelegentlichen Zellagregate und Bereiche mit sehr wenigen Zellen. Adhärenten Leukozyten deuteten auf vielfältigen Morphologien und Grade zytoplasmatischer Ausbreitung hin. Einige der Zellen hatten ungewöhnliche Formen angenommen, und einige zeigen eine Verschlechterung der zellulären Membran, was in einer beträchtlichen Auslöschung der Zellarchitektur resultierte. Am 21. Tag waren einige Zelltrümmer auf allen Oberfläche vorhanden, ausgenommen bei 1D-Material. Da keine Oberflächenanalyse zu früheren Zeitpunkten (z.B. 4, 7, 14 Tage) gemacht worden waren, wurde der Fortschritt des Zellverteilungs-/ adhäsionsprozesses nicht erforscht.
Gefärbte Oberflächen von 1D-Material deuteten auf einen größeres Makrophagen-zu-FBGC-Verhältnis auf ihre Oberflächen hin. Auf diesen Oberflächen wurden mehrere Makrophagen und nur vereinzelte FBGCs beobachtet. Im Gegensatz dazu war eine bedeutender Anzahl von FBGCs und nur gelegentlich Makrophagen auf dem Kontrollmaterial A (Polyurethanschicht mit THF und ohne Dexamethason) vorhanden.
C. Schlussfolgerung
Diese Studie zeigt, dass das Dexamethason-beladene Polyurethan effektiv die Entzündung als Antwort auf Biomaterialimplantation reduziert.
Beispiel 5
In-vivo Untersuchung von Dexamethason-beschichteten transvenösen Reizleitungen
A: Materialien, Methoden und Ergebnis von DEX-behandelten Reizleitungen
1. Vorbereitung von Leitungsprototypen
Ein Satz von Experimenten wurde entwickelt, um die Machbarkeit beschichteter Reizleitungen mit DEX-beladenen PU-Formulierungen zu testen. Ein segmentiertes aliphatisches Polyurethan, wie in dem US-Patent Nr. 4.873.308 (Coury u.a.) beschrieben, wurde mit DEX durch die gemeinsame Lösung in THF beladen, wie in Beispiel 4 beschrieben ist. Das Verhältnis von Medikament zu Polymer wurde variiert, um entweder 1 % oder 5 % Medikamentenbeladungsniveaus in Lösung zu erreichen. Die geeignete Menge an Medikament wurst zuerst in THF aufgelöst. Das Polymer wurde dann hinzugefügt und diesem wurde gestattet, sich in der Lösung aufzulösen. Bei Fertigstellung hatten die Lösungen 11% Feststoffe (w/w). Unter einer gefilterten Sterilbank, wurden die transvenösen Reizleitung Model-Nr. 4023 und 4523 (Medtronic Inc., Minneapolis, MN) gewogen und dann in die DEX/PU/THF Lösungen eingetaucht. Um die DEX-Beladung in den Vorrichtungen zu variieren, enthielten die Lösungen 0 %, 1 % und 5 DEX (w/w), bei 11 % wt/wt Gesamtfeststoff. Ein Kontrolle umfasste nur die PU-Beschichtung (11 % Feststoffe).
Eine Eintauchvorrichtung wurde konfiguriert, um die Geschwindigkeit des Eintauchens der Leitungen in die Lösung zu kontrollieren. Vor der Beschichtung wurden die Elektrodespitzen und -zinken mit einem Stück Polypropylenschlauch und Parafilm geschützt. Um das Eintauchen der Leitungen in DEX/Polymer Lösung zu erleichtern, wurde ein silikonbeschichteter 6,5g runder "split shot sinker" (Water Gremlin Co., White Bear Lake, MN) distal an jede Leitung angehängt. Leitungen wurden dann in die Beschichtungslösung abgesenkt auf eine Tiefe von 15 cm (Leitungskörper) bei einer Geschwindigkeit von 1,9 cm pro Sekunde und dann sofort aus der Lösung herausgehoben. Zwischen den Eintauchvorgängen wurden die beschichteten Leitungen für mindestens 4 Stunden in einem Gebläseofen (80°C) gelassen und dann für mindestens 24 Stunden vakuumgetrocknet (–30 Zoll Hg).
Das Gesamtgewicht der Beschichtungen auf den Vorrichtungen erhöhte sich mit jedem zusätzlichen Eintauchvorgang, und zeigte eine gute Gewicht-zu-Eintauchvorgang Linearität. Um einen variierten Bereich der Gesamt-DEX-Beladung auf diesen Vorrichtungen zu erhalten, wurde die Beschichtung nach 2 Eintauchvorgängen bei Kontroll-PU-beschichteten Leitungen, 3 Eintauchvorgängen bei 1 % DEX/PU-beschichteten Leitungen und 4 Eintauchvorgängen bei 5 % DEX/PU-beschichteten Leitungen als abgeschlossen betrachtet. Nach dem Eintauchvorgang wurden die Vorrichtungen von ihrem Elektrodenspitzen/-zinken-Schutz befreit und unter dem Mikroskop gekappt. Der abschließende DEX-Inhalt wurde durch das Wiegen jeder Leitung bestimmt. Eintauchbeschichtete Leitungen in den DEX-PU-Lösungen führten zur Ablagerung einer homogenen Polymerschicht auf der Körperoberfläche. Auf der Basis des DEX-Inhalts pro Leitung, wurden drei Zustände vorbereitet. Die abschließende DEX-Beschichtung wird in Tabelle 3 gezeigt. Die beschichteten Vorrichtungen wurden vor ihre Verwendung bei den Elutionstudien oder der Hundeimplantation in Ethylenoxid verpackt und sterilisiert.
Tabelle 3. DEX-Beladung auf beschichteten Leitungen (15 cm)
2. Kinetik der in-vitro DEX Elution von DEX-beschichteten Reizleitungen
Das in-vitro Profil der DEX-Freisetzung aus den zwei Zuständen DEX-enthaltender Leitungen, 1 % DEX/PU und 5 DEX/PU ("niedrige" bzw. "hohe" DEX-Beschichtung) wurde durch Elutionsexperimente bestimmt, die bei 37°C in PBS ausgeführt wurden.
Der beschichtete Teil (15 cm) von zwei Leitungen jedes Zustands wurden für diese Analyse verwendet. Der Trennung des Elektroden-/Zinkenteils vom Leitungskörper folgend (um das Dexamethason in der Elektrode zu entfernen), wurden die beschichteten Leitungsskörper zu verschiedenen Zeitpunkten innerhalb eines 24-Tages-Zeitraums bei 37°C in PBS eingetaucht und die Eluate durch HPLC analysiert, wie in Beispiel 1 beschrieben ist. 12 zeigt die kumulative DEX-Elution über die Zeit, ausgedrückt als der Prozentwert der gesamten DEX-Beschichtung pro Leitung. Beide Leitungszustände deuteten auf ähnliche Profile der DEX-Elution. Einer beschleunigten Elution folgend, die bis zu 10 Tage anhielt, wurde beobachtet, dass die Elution langsamer wurde. Nach 24 Tagen wurden 15,5 % und 18,7 % der gesamten theoretischen DEX-Beladung aus den "Niedrig" (1%DEX) beziehungsweise "Hoch" (5 % DEX) DEX-beschichteten Leitungen eluiert. 13 zeigt die Menge der DEX-Elution pro Material-Oberflächenbereich (cm²) pro Tag über einen Zeitraum von 24 Tagen. In einem anfänglichen Ausbruch der Medikamentenfreisetzung wurden 2,7 ± 0,4 μg und 30,8 ± 1,9 μg DEX pro cm2 Leitungen freigesetzt, die mit dem "Niedrigen" beziehungsweise dem "Hohen" DEX-Zustand beschichtet worden waren. Diese Freisetzung der DEX ging danach stark zurück. Von Tag 4 bis Tag 24 gab es einen graduellen Rückgang der DEX-Freisetzung. Am 24. Tag dieses Experiments wurden 0,07 ± 0,09 μg und 0,7 ± 0,1 μg DEX pro cm² für den "Niedrigen" beziehungsweise den "Hohen" DEX-Zustand freigesetzt. Obwohl die in-vitro Elutionsraten von den in-vivo Elutionsraten siginfikant unter schiedlich sein können, waren diese Studien nützlich für die Überwachung und Bestätigung der DEX-Beschichtungen und der Elutionsprofile der DEX-beschichteten Vorrichtungen.
Dieses Freisetzungsprofil und diese Elutionsrate (Daten nicht abgebildet) waren ähnlich zu dem, was mit den Materialien erhalten wurde, die in der in-vivo Käfigstudie in Beispiel 4 verwendet worden sind. Durch Variieren der DEX-Konzentration in den Beschichtungslösungen, des Prozentwerts der Feststoffe in den Beschichtungslösungen oder der Anzahl von Eintauchvorgängen wurde ein geeigneter biologischer Bereich der DEX-Beschichtung erreicht. Dies zeigt die Machbarkeit, dass man Beschichtungen erhalten kann, welche die gewünschten Beschichtungs- und Freisetzungsprofile von DEX für spezifische Vorrichtungsanwendungen zeigen. Selbstverständlich kann die Eintauchbeschichtung nicht die einzige Methode sein, um diese Technologie auf Leitungen und andere Vorrichtungen anzuwenden. Es ist möglich, dass Extrusion und/oder Co-Extrusion von DEX/PU-Materialien verwendet werden könnte.
B: Materialien, Methoden und Ergebnisse von in-vivo
Untersuchung der DEX-beschichteten Reizleitungen
1. Testtiere
Die verwendeten Tiere für die Implantation waren Hunde zufälligen Geschlechts und mit einen Körpergewicht von ³ 25 kg.
2. Leitungsimplantation
Drei Zustände von beschichteten Reizleitungen wurden in Hunde implantiert. Wie in Tabelle 4 abgebildet, wurden zwei DEX/PU-beschichtete Leitungszustände ("Niedrige" und "Hohe" DEX-Beschichtung) und ein PU-beschichter Leitungszustand (Kontrolle) in 6 Hunden implantiert. Für diese Studie wurden 3 (2 ventrikuläre und 1 vorhofbetreffende) Leitungen der Test- oder Kontrollbehandlungszustände pro Hund implantiert. Ein 3-Leitungen-pro-Hund-Modell wurde übernommen, um die Menge der Hardware innerhalb der intrakardialen Kammern zu erhöhen. Die Anzahl an Tieren und Mustern pro Material/Zustand sind in Tabelle 4 abgebildet.
Tabelle 4. Experimentelle Verteilung der Tiere und beschichtete Leitung/Zustände
Die ventrikulären Leitungen wurden durch eine 3, interkostale rechte Thorakotomie über den kostozervikalvertebralen Rumpf (CCTV) implantiert. Die vorhofbetreffende Leitungen wurden durch eine rechte jugularis Venotomie implantiert. Mit Hilfe der Fluoroskopie wurde eine ventrikuläre Leitung in den RV Apex plaziert und die andere ventrikuläre Leitung wurde in der RV posterioren Wand plaziert, mindestens 1 cm von der apikalen Spitze. Schwellen von weniger als 1,0 V bei 0,5 ms bestätigten eine adäquate ventrikuläre und vorhofbetreffende Leitungsplazierung, einen Modell 5311 Patientensystemanalysator (Medtronic Inc., Minneapolis, MN) verwendend. Nach der Absicherung der Leistungen in den Gefäßen wurden die Leitungsverbindungsenden über einen Tunnel in die rechte Brustwand geführt und mit IS-1 Steckerhauben bedeckt. Die Leitungsplazierungen wurden weiter dokumen tiert mit lateralen und dorsoventralen Röntgenanalysen. Im allgemeinen entwickelten sich die operativen und postoperativen Aktivitäten ohne Komplikationen. Aufgrund der Beschaffenheit dieser Studie wurden keinem Hund steroide Medikationen verabreicht.
3. Untersuchung der Systemparameter
Der regulierende Einfluss der zirkulierenden Steroide während der in-vivo Stufe der Implantation wurde untersucht. Es wurde eine schwerwiegende Unterdrückung der Monozyten-Zirkulationsniveaus bei der Verwendung von (0,6 mg/g Körpergewicht, s. c.) Hydrocortison berichtet. Steroide können auch das Zirkulationsniveau von T-Lymphozyten in Mäusen, Ratten und Menschen unterdrücken. Gleichermaßen reduzieren Steroide, besonders bei immunosuppressive Dosierungen, die Resistenz gegen bakterielle Infektion. Wenn Infektionen vorhanden sind, können sie durch Änderung der differentiellen Verteilung von Blutzellen oder durch positive bakterielle Kultur entdeckt werden.
Um die systemischen Veränderungen zu untersuchen, die der DEX-Freisetzung von behandelten Vorrichtungen zuschreibbar sein können (d.h. exzessive Kortikosteroide, Infektion, usw.), wurden in den Wochen 1, 2, 4, 8 und 12 nach Implantation Blut- und Hämogramm-Analysen durchgeführt. Mindestens eine dieser Analysen wurde vor der Operation durchgeführt.
Die Ergebnisse zeigten, dass die Anzahl an Lymphozyten entweder innerhalb des normalen Bereichs oder leicht erhöht war. Im Ergebnis wurde bei keinem der Hunde in der Studie ein beständiger oder fortschreitender Fund von Lymphopenie und/oder Eosinopenie vermerkt.
4. Intrakardiale makroskopische Pathologieuntersuchung
Nach 13 Wochen (3 Monate) der Leitungsimplantation wurden die Tiere heparinisiert, röntgenuntersucht und getötet, einem Standardverfahren folgend. Die Autopsie wurde von einem Pathologen durchgeführt, der über die verschiedenen Bedingungen der Studie uninformiert gehalten wurde. Eine spezielle Gewichtung wurde auf die intrakardiale Kammer gelegt, um die Leitung-Gewebe-Beziehung zu untersuchen, die Einkapselung der Vorrichtung, ihre Ausbreitung, Dicke, etc.
Der Tötung folgend wurde das Herz präpariert, geöffnet und vorsichtig entfernt. Die rechten Herzkammern wurden durch einen Längsschnitt geöffnet, um die implantierten Leitungen zu enthüllen. Fotografien niedriger und hoher Vergrößerung wurden vor und nach der Herzöffnung und nach der Herzentfernung gemacht. Nach vollständiger Analyse und Beschreibung der Funde wurden die Herzen in 10 % gepuffertem Formalin plaziert.
Mit minimalen Unterschieden innerhalb der Hunde wurden die proximalen Enden der drei Leitungen in der Subcutis und über dem rechten Thorax von fibrösem Gewebe umgeben. Im allgemeinen traten zwei Leitungen (ventrikulär) direkt durch die rechte Thoraxwand in den Thorax ein und dann zum venösen System durch den rechten CCTV an einer Venotomiestelle. Eine Leitung (vorhofbetreffend) reiste anterior durch die Subcutis über den rechte Scapula zum rechten ventralen Nacken, wo es in die juguläre Vene durch eine Venotomiestelle eintritt. Subkutane Scheiden waren dünn und eng passend für die Leitungen.
Hunde, die Leitungen ohne DEX erhielten. Zwei Foci gelber, multifokaler, endokardialer Verdickung (12×4 beziehungsweise 0,5 mm Durchmesser) wurden dorsal des intravenösen Tu berkels gefunden. Vorhofbetreffende Leitung. Eine kurze lichtdurchlässige Gewebescheide (< 1 cm) umgab die Leitung unmittelbar distal einer abgesicherten jugularis Venotomiestelle. Es wurde bestätigt, dass seine Implantationsstelle innerhalb des Anhangs des rechten Atriums (RAA), in dem eine gleichförmige, glatte und glänzende Gewebescheide (8 mm lang) beobachtet wurde. Der Rest der Körperleitung war frei von irgendeinem anhaftenden Gewebe, von der Ebene des CCTV bis zu seiner Implantationsstelle im Anhang des rechten Atriums (RAA). Ventrikuläre Leitungen. Unmittelbar distal zur CCTV-Venotomiestelle wurde eine Gewebescheide (4 mm lang) beobachtet, welche die beiden Leitungen bedeckte. Diese Gewebescheide war distal kompliziert durch die Anwesenheit eines exzentrischen (5 mm lang) antemortem Thrombus. In der anterioren Vena cava (AVC), dem rechten Atrium (RA) und dem rechten Ventrikel (RV) waren beide Leitungen überwiegend frei von anhaftendem Gewebe. In dem AVC jedoch waren beide Leitungen innerhalb einer allgemeinen Gewebescheide, die wiederum der luminalen Wand des Dachs der AVC angehängt war. Dieses kurze Gewebe hatte glatte lichtdurchlässige und einförmige Charakteristiken, und bedeckte 7 mm beziehungsweise 9 mm der beiden Leitungen. Die Leitung, die mehr an die RV-Wand implantiert worden war, haftete der freien Wand des RV über einen lateralen Anhang an. Diese Gewebescheide mit einem trabekulären Muskel und glatten, glänzend lichtdurchlässigen Gewebeeigenschaften bedeckte die Leitung über 12 mm.
Hunde, die Leitungen ohne DEX erhielten. Vorhofbetreffend. Die Implantatstelle war abgesichert und an der freien Wand des RAA lokalisiert. Ventrikulär. Unmittelbar distal zum CCTV sind beide Leitungen in einer allgemeinen Gewebescheide, die sich an ihrem distalen Ende leicht gabelt. Diese Gewebescheide war distal erweitert von der CCTV-Venotomiestelle und bedeckte 1,2 cm der apikalen Leitung und 1,1 cm der Wandleitung. Die apikale Leitung haftete dem Trukuspidalklappenapparat über eine Distanz von ungefähr 1,5 cm an. Das am meisten distale Ende der apikalen Leitung war nicht sichtbar. Die Implantatstelle für die apikale Leitung war gesichert. Der kaudale Teil der parietalen Segel der Triskuspidalklappe hatte seine Ränder verdickt durch weiches, gelbes Gewebe.
Hunde, die mit 1 % DEX/PU beschichtete Leitungen erhielten. Vorhofbetreffende Leitung. An der Verbindung der AVC und dem Kamm des RAA war eine markante weiche endokardiale Verdickung. Die Leitung wurde abgesichert an der freien Wand des RAA implantiert. Innerhalb der dorsalen AVC war eine multifokale, gelbe, feste, knotenförmige endokardiale Verdickung. Jedes Knötchen (2–3 mm Durchmesser) war über einen Bereich von ungefähr 1,5 cm × 1,0 cm verteilt. Ventrikuläre Leitungen. Die CCTV-Venotomiestelle war abgesichert. Beide Leitungen, unmittelbar distal zur CCTV-Venotomiestelle, waren in einer allgemeinen Gewebescheide mit einem leichten Thrombus darauf. Apikale und Wandleitungen gingen vom CCTV ab und waren frei von jeder Gewebe- oder Materialadhäsion, bis es die Trikuspidalklappe erreicht und zeigt eine 5 mm lange Adhäsion an das parietale Segel. An dieser Adhäsionsstelle war der Rand der Klappe verdickt durch ein festes, knotenförmiges, weiches, glänzendes Gewebe. Distal zur Trikuspidalklappe waren die Leitungen frei von anhaftendem Gewebe oder Material, bis die das RVA erreichten und das interventrikuläre Septum, das eine gesicherte Fixierung zeigte. RVW-Leitung dies die Leitung ist frei von jeder Adhärenz von Gewebe oder anderem Material bis es seine Implantatstelle im RV-Apex erreicht. Die andere Leitung (RV-Wand) hat unmittelbar zur CCTV-Venotomiestelle zwei blasse Knötchen aus anhaftendem Gewebe oder Material, jedes <1 mm im Durchmesser, und eine sehr transparente Gewebescheide über eine Länge von 3 mm. Ungefähr 7 cm distal zur CCTV-Venoto miestelle wurden zwei Segmente von Gewebescheiden (5 mm bzw. 2 mm lang) beobachtet, keine Scheide haftete an benachbarten kardialen Geweben. Diese Leitung trat durch die Trikuspidalklappe an ihrer kaudalen Commissura, es wurden keine Adhäsionen beobachtet. An der freien Wand von RV wurde eine fokale, weiche, gelbe 6×3 mm endokardiale Verdickung angemerkt.
Hunde, die mit 1 % DEX/PU beschichtete Leitungen erhielten. Vorhofbetreffend. Unmittelbar distal zur jugularis Venotomiestelle war die Leitung innerhalb einer 1,5cm langen, weichen und glänzenden Gewebescheide variabler Dicke. Diese Gewebescheide war distal kompliziert durch einen organisierten antemortem Thrombus, der 0,5 cm lang war. Diese Leitung war abgesichert implantiert in den RAA. Es wurden mehrfache weiche und glänzende endokardiale Verdickungen des Daches der AVC auf der anterioren Oberfläche des intervenösen Tuberkels und an der Verbindung des RAA mit dem RA und der AVC beobachtet. Das RA-Endokardium nahe dem Ursprung des RAA war durch ein blasses, undurchsichtiges Gewebe verdickt. Ventrikulär. Unmittelbar distal zur CCVT-Venotomiestelle waren beide Leitungen in einer allgemein fribrösen Scheide von 1,0 cm Länge, die distal kompliziert war mit einem 1,0 cm langen organisierten Thrombus. Bei einer Leitung wurde vermerkt, dass die in das Os des Kranzsinus und in die mittlere kardiale Vene eintritt. Die mittlere kardiale Vene wurde geöffnet, und die Leitung wurde vorgefunden mit den distalen 6 cm der Leitung eingehüllt. Die andere Leitung trat aus dem rechten Atrium heraus in das RV, wo es abgesichert nahe dem RVR implantiert worden war. Diese Leitung durchtrat die Trikuspidalklappe nahe der kaudalen Commissura; diese blieb frei von jeder Adhäsion an den Klappenapparat. Das distale Ende dieser Leitung war in dem trabekulären Muskel verborgen. Die Segel der Triskuspi dalklappe hatten eine weiche und glänzende Verdickung in Bereichen, die der RV Leitung sehr nahe waren.
Hunde, die mit 5 % DEX/PU beschichtete Leitungen erhielten. Im anterioren Mediastinum, das sich am Thorakoeingang befindet und der rechten ersten Rippe anhaftet, wurde ein eingekapselter Gazeschwamm gefunden. Vorhofbetreffende Leitung. Ihre Implantation an der freien Wand des RAA nahe dem Ursprung des RAA wurde bestätigt. Die Leitung war frei von jedem anhaftendem Gewebe oder Material. Die Spitze der Elektrode war sichtbar von der epikardialen Oberfläche durch das Epikardium, aber es war keine Perforation ersichtlich. Ventrikuläre Leitungen. Unmittelbar distal zur CCTV-Venotomiestelle war die apikale Spitze eingeschlossen in eine Gewebescheide 7 mm lang. Distal dazu war die Leitung frei von jeder Adhärenz von Gewebe oder anderem Material, bis es seine Implantatstelle im RV-Apex bzw. RV-Scheitelpunkt erreichte. Die andere Leitung (RV-Wand), unmittelbar distal zur CCTV-Venotomiestelle, hatte zwei blasse Knötchen anhaftenden Gewebes oder Materials, jedes <1 mm Durchmesser, und eine sehr transparente 3 mm Gewebescheide. Ungefähr 7 cm distal zur CCTV Venotomiestelle wurden zwei Segmente von Gewebescheiden (5 mm bzw. 2 mm lang) beobachtet, keine Scheide haftete benachbartem kardialen Gewebe an. Diese Leitung trat durch die Trikuspidalklappe an ihrer kaudalen Commissura. Es wurden keine Adhäsionen beobachtet.
Hunde, die mit 5 % DEX/PU beschichtete Leitungen erhielten. Vorhofbetreffende Leitung. Die Leitung, die durch die jugularis Vene in das venöse System eintrat, hatte ihr distales Ende innerhalb der AVC (gelöst). Eine Gewebescheide (1 cm lang) war um den Leitungskörper unmittelbar distal der jugularis Venotomiestelle vorhanden. Diese Leitung wurde als in ihrer Venotomieabschnürung beweglich beobachtet. Im RA, der septalen Wand und um den RAA-Ursprung waren undurch sichtige Verdickungen des Endikardiums. Auf dem Rest der Körperleitung wurde kein anderes anhaftendes Gewebe beobachtet. Ventrikuläre Leitungen. Unmittelbar distal zur CCTV-Venotomiestelle wurde eine dünne, transparente 3 mm lange Gewebescheide beobachtet, die eine Leitung bedeckte. Die andere Leitung hatte eine mehr lichtdurchlässige 8mm lange Gewebescheide, die distal kompliziert war durch die Anwesenheit eines exzentrischen teilweise organisierten Thrombus. Diese letztere Leitung haftete der Wand der AVC an. Distal zu diesen Gewebescheiden waren beide Leitungen frei von irgendeinem anhaftenden Gewebe oder Material in der AVC oder dem RA. Beide Leitungen traten durch den Trikuspidalapparat und blieben frei von jeder Adhäsion. Ein Leitung, die mehr anterior in das RV eintrat, war an ihrem distalen Ende nicht implantiert, sondern war frei beweglich. Die Leitung, die mehr kaudal in den RVA eintrat, war gesichert implantiert und hatte eine 3 mm Scheide an ihrer Implantationsstelle.
5. Histologie der intrakardialen Leitungs-assoziierten Geweben
Ganz allgemein wurden gelegentlich Gewebescheiden während der makroskopischen pathologischen Untersuchung beobachtet. Leitungs-assoziiertes Gewebe, das sich an dem Leitungsteil von mindestens 1 cm distal der Venotomiestelle bis mindestens 1 cm proximal der Elektrodenfixierungsstelle befindet, wurde mikroskopisch durch einen Pathologen untersucht. Eine Gewebescheide pro Zustand wurde histologisch bearbeitet, und ein transversaler Schnitt wurde mit Hematoxilin und Eosin gefärbt. Der Pathologe wurde bezüglich der Behandlungsbedingungen für jedes Muster unwissend bzw. blind gehalten.
Obwohl die Resultate der Untersuchung dieser drei Muster nicht endgültig sein können (n=1), stellen sie wichtige Erkenntnisse dar, die relevant für die verschiedenen Oberflächenbehandlungen in der Studie sein können. Eine kurze Zusammenfassung der inflammatorischen Eigenschaften und eine Rangordnung dieser Bilder folgt. Das am wenigsten entzündete Gewebe zuerst:

Muster von Hunden, die mit 5 % DEX/PU beschichtete Leitungen erhielten. Dünnste Gewebescheiden, keine innere Zone eines teilweise organisierten Thrombus, knappe Entzündung eingeschlossen Makrophagen und wenige Neutrophile.
Muster von Hunden, die mit 1 % DEX/PU beschichtete Leitungen erhielten. Mäßig dicke Gewebescheiden, innere Zone eines teilweise organisierten Thrombus, etwas mehr Entzündung aus Makrophagen.
Muster von Hunden, die Leitungen ohne DEX erhielten. Mäßig dicke Gewebescheiden, innere Zone eines teilweise organisierten Thrombus, mäßige Entzündung eingeschlossen Lymphozyten, Plasmazellen, Makrophagen Eusinophile und ein paar Neutrophile.

6. Organuntersuchung
Der regulierende Einfluss der zirkulierenden Steroide während der in-vivo Stufe der Implantation wurde untersucht. Die negative Rückkopplungskontrolle der Steroide auf die neuroendokrine Achse und auf die anteriore Hypophyse wird gut hingenommen. Verlängerte Unterdrückung der ACTH-Freisetzung durch Steroide ist assoziiert mit degenerativen Veränderungen im Hypothalamus und in der anterioren Hypophyse. Diese Prozesse resultieren in histopathologischen Veränderungen in den andrenalen Drüsen.
Für diese Analysen wurden Gewebeschnitte der adrenalen Drüsen von jedem Tier gewonnen. Anderes Gewebe für die Untersuchung schloss Leber, Milz, Niere und Lunge ein. Gesamtbeobachtungen der Organe wurden durch den Pathologen dokumentiert. Diese Gewebemuster wurden für histologische Routineuntersuchungen bearbeitet.
In der Summe zeigten die Ergebnisse keine Gesamtabnormalitäten in den untersuchten Organen. In den adrenalen Cortices aller Hunde hatten die Zona fasciulata Zellen das schaumige bis vakuolierte Zytoplasma, das typisch für aktive, steroid-sekretierende Zellen ist. Es gab keinen mikroskopischen Hinweis für irgendeine Lymphopedie, die von der exzessiven Verabreichung von Steroiden resultieren könnte. Mikroskopische Untersuchung von anderen Organen enthüllte Gewebe mit nur geringen Abnormalitäten, von denen keine der Kortikosteroid-Beschichtung auf Leitungskörpern zugeschrieben werden könnte. Bei keinem der Hunde in der Studie wurde eine beständige oder fortschreitende Lymphopenie und/oder Eosinopenie vermerkt. Gesamterkenntnisse schlossen ein a) die Anwesenheit eines Körpers konsistent mit einem Gazeschwamm, gefunden in der thorakalen Höhle eines der Hunde, und b) bilaterale subkutane Sehnenschwellung mäßigen Umfangs in einem anderen der Hunde. Im allgemeinen waren alle untersuchten Organe innerhalb normaler Begrenzungen.
7. DEX Elutionsstudien der explantierten Leitungen
Die Leitungen, die unmittelbar nach der pathologischen Untersuchung wiedergewonnen worden waren, wurden Inhalt einer in-vitro Elution in PBS bei 37°C. Die in-vitro Experimente sind oben beschrieben ("Kinetik der in-vitro DEX Elution von DEX-beschichteten Reizleitungen"); Analysen wurden durchgeführt mit Eluaten nach 1 und 5 Tagen Elution, und die die DEX-Elution wurde bezogen auf den Prozentsatz der anfänglichen DEX-Beladungen bei jeder Leitung berechnet (14). Die akkumulierte 5-tägige DEX-Freisetzung (in PBS) von explantierten "Niedrig" und "Hohe" Leitungszuständen war 2,6 % bzw. 3,9 % der kompletten DEX-Beladung. Dies weist darauf hin, dass während des in-vivo Zeitraums der Implantation, bis zu 90 Tagen, DEX immer noch für Elution vorhanden war.
C. Schlussfolgerung
Beschichtung als eine Modalität für die Anwendung der Technologie auf Vorrichtungen war geeignet bei der Präparation von Reizleitung-Prototypen und für die Veranschaulichung der Machbarkeit dieses Konzepts. Es ist jedoch möglich, dass die Extrusion und/oder Koextrusion von DEX/PU-Materialien günstig für die Verwendung im großen Maßstab und Fertigung von DEX-biomedizinischen Vorrichtungen sein könnte.
Insgesamt zeigte die in-vivo Studie zur Untersuchung der biologischen Leistungsfähigkeit von DEX-Reizleitungen keine Komplikationen. Die Ergebnisse zeigten kein DEX-bezogene systemische Toxizität während der 3-monatigen Implantation, wie bewiesen durch mämatologische Parameter oder die Histologie der Zielorgane. Am intrakardialen Teil der Leitungen (DEX-behandelter Teil) wurde bei DEX-beschichteten und Kontrollzuständen minimale oder nicht-assoziierte Gewebeeinkapselung beobachtet. Die beobachteten Gewebeeinkapselungen wurden als eine typische Reaktion auf Polyurethan charakterisiert, wie makroskopisch beurteilt.
Die mikroskopische Histologie der gelegentlichen (intrakardialen) Leitungs-assoziierten Gewebescheiden (1 pro Zustand) zeigten verschieden Grade der Entzündung, deren In tensität umgekehrt verwandt mit der Anwesenheit von und der Dosis von DEX auf den Testvorrichtungsoberflächen war. Diese differentiellen inflammatorischen Befunde bei Leitungsassoziierten Gewebescheiden könnten eine aktive Abmodulation der Zellfunktionalität an der Schnittstelle nahelegen, zuschreibbar einer lokalisierten DEX-Freisetzung. Es wurde kein systemischer oder histologischer Beweis für eine Infektion bei den Hunden gefunden, denen DEX-beschichtete Vorrichtungen (n=4) oder Kontrollvorrichtungen (n=2) implantiert worden waren.
Nach 3 Monaten in-vivo Implantation zeigten explantierte DEX-beschichtete Leitungen eine nachweisbare DEX-Elution mit einer akkumulierten Elution von 2,6 % bzw. 3,9 % des Gesamt-DEX nach 5 Tagen von "Niedrig" bzw. "Hoch" DEX-Behandlungszuständen. Dies weist auf eine Anwesenheit von DEX in der polymerischen Matrix während des in-vivo Zeitraums hin, eine aktive DEX-Elution zur Zell-Biomaterial-Schnittstelle vorausgesetzt. Informationen über die DEX-Freisetzung von explantierten Leitungen legte nahe, dass eine in-vivo Implantation nach 3 Monaten immer noch eine anhaltende DEX-Freisetzung vorhanden war.
Beispiel 6
In-vitro Elutionsprofile für Dexamethason-Silikon-Einlagen
Materialien. Standard-Silikoneinlagen für Nahtringe und Anuloplastie-Ringe haben ungefähr 52,5 Gewichtsprozent Silikon medizinischer Reinheit und ungefähr 47,5 Gewichtsprozent Bariumsulfat (um Strahlundurchlässigkeit (Radiopazität) zu verleihen). Der Prozentsatz an Bariumsulfat kann so niedrig wie ungefähr 40 % sein und erlaubt immer noch die Radiodetektion des Ring. Während der Zusammensetzung der medikamentenbeladenen Einlage wurde eine nicht-wasserlös liche Form von Dexamethason (DEX) der Mischung beigefügt und eine entsprechende Menge von Bariumsulfat wurde entfernt. Beispielsweise enthielt eine 1 % Dexamethasonbeladene Einlage Si 52,5 %, BaSO₄ 46,5 %, DEX 1 %. Einlagen, die 5 %, 2,5 %, 1 % und 0,5 % DEX enthielten, wurden präpariert. Auch wurde eine Silikoneinlage präpariert, die sowohl eine wasserlösliche Form von Dexamethson (DMP) als auch DEX enthielt. Diese Einlage enthielt insgesamt 1 % Dexamethason in einem 3:1 Verhältnis von DEX zu DMP.
Methoden. Die kummulative Freisetzung von DEX von den medikamentenbeladenen Proben wurde über 71 Tage bestimmt. Die Proben wurden vollständig in Phosphatpuffersaline (PBS) getaucht und in einem Inkubator bei 37°C plaziert. Zu unterschiedlichen Zeitpunkten wurden Aliquots von PBS entfernt und mit frischem Puffer ersetzt, um das Elutionsvolumen konstant zu halten. Die entnommenen Aliquots wurden über Hochdurchsatzflüssigkeitschromatographie (HPLC) auf DEX Gehalt analysiert.
Ergebnisse. 15 zeigt Elutionsprofile der DEX-beladenen Einlagen. Bemerkenswerte Aspekte dieser Profile sind die dosisabhängige Antwort und die langsame Freisetzung, wobei das letztere ein Merkmal ist, das Gutes für eine Langzeitanwendung bedeutet. Am Tag 71 setzte die 5 %-beladene Einlage ungefähr 5 % seiner theoretisch beladenen Menge frei, die 2,5 %-beladene Einlage ungefähr 7,5 % seiner theoretisch beladenen Menge und die 0,5%-beladene Einlage ungefähr 20 % seiner beladenen Menge. Weil die Nichtbeendigung der Heilung während der akuten Phase der Entzündung (tritt 4–7 Tage nach der Implantation auf) in-vivo zu verlängerten und schwerwiegenden chronischen Ereignissen führen kann, wurde die Anstrengung unternommen, die Menge des früh im Profil freigesetzten Dexamethasons zu erhöhen. Es wurde entschieden, DMP, eine wasserlösliche Form von De xamethason in die Mischung aufzunehmen. DMP eluiert rasch und bietet einen Ausbruch des Medikament so früh wie 8 Stunden. 16 vergleicht die Elutionsprofile von 1 DEX-beladenen Einlagen mit 1 % DEX/DMP-beladenen Einlagen (Verhältnis 3:1). Wie in 16(a) zu sehen ist, zeigte die Kombination (DEX/DMP) ein höheres Profil mit einem anfänglichen Ausbruch am Tag 1. Dies konnte dem in der Mischung anwesenden wasserlöslichen DMP zugeschrieben werden. Am Tag 29 war ungefähr 8 % des DEX freigesetzt worden und ungefähr 13 % der Medikamentenmischung war freigesetzt worden. 16(b) löst die DEX/DMP-Kurve aus 16(a) in ihre individuellen Komponenten auf (d.h. DEX und DMP). Dies hauptsächlich, um zu bestimmen, wie viel der zwei Komponenten an den verschiedenen Zeitpunkten herauskommt. Am Tag 29 war ungefähr 9 % des DEX freigesetzt worden und ungefähr 25 des DMP war freigesetzt worden.
Beispiel 7
Bioaktivitätsstudien von Dexamethason-Silikoneinlagen
Die Dexamethasonaktivität wird typischerweise durch Untersuchung des Effekts des Medikaments auf freigesetzte inflammatorische Zytokine beurteilt, nämlich Interleukin 1α (IL-1α) und Tumornekrosefaktor α (TNF-α). Aktives Dexamthason unterdrückt die Zytokinproduktion. Materialien und Methoden. Silikoneinlagen, die 5 %, 2,5 % und 0,5 % wasserunlösliches Dexamethason (DEX) enthielten, wurden präpariert, wie in Beispiel 6 beschrieben ist. Zusätzlich wurden Silikoneinlagen präpariert, die 1 % DEX, 1 % DMP und eine 1 DEX/DMP-Mischung enthielten.
Frisch isolierte humane weiße Blutzellen, suspendiert in RPMI 1640 Medium und ergänzt mit 10 % FBS, Penicillin/Streptomycin und L-Glutamin, wurden in sterilen Po lypropylenröhrchen ausgesät (2.000.000 Zellen/Röhrchen), welche die zu untersuchenden Proben enthielten. Die Probengröße war ungefähr 1 cm × 1 cm und die Zelllösung, die in jedes Röhrchen zugegeben wurde, war 1 ml. Um eine Fremdkörperreaktion nachzuahmen, wurden die weißen Blutzellen mit dem bakteriellen Endotoxin Lipopolysaccharid (LPS) bei 10 μg/ml aktiviert. Nach einer 24-stündigen Inkubation bei 37°C wurden die Proben entfernt und der Inhalt der Bohrungen wurde 5 Minuten bei 3.000 upm zentrifugiert, um die nichtanhängenden Zellen zu pelletieren. Die Überstände wurden gewonnen und bei –85°C bis zur Verwendung gelagert. Der Gehalt an TNF-α und IL-1α in den Extrakten wurde analysiert unter Verwendung von ELISAs (Quantikine^TM Humanes TNF-α Immunoassay und Humanes IL-1α Immunoassay) von R&D Systems (Minneapolis, MN).
Ergebnisse. Die Quantifizierung der Zytokinmarker ist eine traditionelle Methode für die Untersuchung von Entzündungen. Das Zellmedium wurde auf IL-1α und TNF-α geprüft, zwei potente Zytokine, die von aktivierten Makrophagen freigesetzt werden und die dafür bekannt sind, durch autokrine, parakrine und endokrine Aktionen multifunktionale Rollen bei Entzündungs- und Immunprozessen zu spielen. Wie in 17 gezeigt, unterdrückte die Elution des DEX von den Einlagen die Freisetzung von sowohl TNF-α als auch IL-1α auf eine dosisabhängige Weise, mit der 5 %-beladenen Probe den größten inhibitorischen Effekt zeigend. 17 zeigt auch die Unterschiede zwischen 1 % DEX, 1 % DMP und einer 1 % DEX/DMP-Mischung (50:50). Es wurde beobachtet, dass das wasserlösliche DMP wesentlich schneller eluiert und daher den größten Effekt bei 24 Stunden hatte. Das wasserunlösliche DEX eluierte langsam aus und der Effekt war bei 24 Stunden nicht sehr ausgeprägt. Die Mischung hatte verständlicherweise einen Effekt dazwischen.
Beispiel 8
In-vitro Elutionsprofile für Polester-umhüllte Dexamethason-Silikon-Einlagen
Probenvorbereitung. DEX beschichtete Proben wurde wie in Beispiel 6 beschrieben vorbereitet. Die folgenden Konfigurationen wurden getestet und verglichen:

a) 1 % DEX beschichtetes Silikon mit und ohne Polyester-Umhüllung
b) 2,5 % DEX beschichtetes Silikon mit und ohne Polyester-Umhüllung
c) 1 % DEX/DMP (50:50) beschichtetes Silikon mit und ohne Polyester-Silikon

Medikamentbeschichtete Silikonproben annähernd ähnlicher Abmessungen (1,5 cm × 1,5 cm) wurden geschnitten. Rechteckige Stücke von Polyesterstoffgewebe, die ungefähr 3 cm × 1,5 cm maßen, wurden als Beutel durch Falten der Gewebestücke in der Mitte und durch Einfügen der Silikonproben zwischen den Falten gestaltet. Die freien Enden des Stoffgewebes wurden mit 4-0-TI-CRON geflochtenen Polyesternähten zusammen genäht.
Die Medikamentenelution war wie in Beispiel 6 beschrieben für einen Zeitraum von 34 Tagen.
Ergebnisse. 18 zeigt, dass die Polyesterbeutel Dexamethason-durchlässig waren. Es schien, dass es eine leichte, obgleich unbedeutende Verzögerung des eluierten Medikaments mit dem umhüllten Material gibt, verglichen mit dem Rohmaterial.
Beispiel 9
Ratten-Käfigimplantations-Studie für Polyester-umhüllte Dexamethason-Silikoneinlagen
Die in-vivo Biokompatibilität der DEX-beschichteten Silikone wurde durch Verwendung des Käfigimplantationssystems beurteilt, eine Methode, die in der Literatur breit beschrieben wird (R. Marchant u.a., J. Biomed. Mat. Res., 17:301-325 (1983)). Zylindrische Edelstahlkäfige, welche die Testproben enthalten, wurden subkutan in Ratten implantiert. Um einen Nahtring/Anuloplastie-Ring zu simulieren, wurden die Si/DEX Testproben in Dacron^® Polyesterbeuteln eingesetzt. Mit minimalen mechanischen Interferenzen des umgebenden Gewebes stellt das Käfig-Model eine "Standard inflammatorischen Umgebung" zur Verfügung, in der die Biokompatibilität des Materials hinsichtlich der zellulären Antwort und Zell-Material-Wechselwirkungen untersucht werden kann. In diesem System werden humorale und zelluläre Komponenten zu unterschiedlichen Zeitpunkte dynamisch überwacht, ohne das Tier zu opfern sind.
Materialien. Mikronisiertes, freie Base Dexamethason USP (EDP# 221900) und Dexamethasonnatriumphosphat USP (EDP# 221940) wurden von Upjohn (Kalamazoo, MI) erhalten; TI-CRON # 4 Polyesterfaden wurde von Davis und Geck (Kanada) erhalten und 304 Edelstahl-Metalldrahtmaschengewebe (Maschengröße = 24, Durchm. = 0,254 mm, Zwischenräume = 0,8 × 0,8 mm) wurde bei Cleveland Wire Cloth and Manufacturing Co. (Cleveland, OH) erworben.
Silikon/Medikament Formulierung. Zwei unterschiedliche Formen von Dexamethason wurden für diese Studie ausgewählt. DEX, eine nicht wasserlösliche Dexamethasonform, wurde al leine verwendet, und DMP, eine wasserlösliche Dexamethasonform, wurde in einer 75 % DEX:25 % DMP Mischung verwendet. Die Medikamente (DEX und DEX/DMP) wurden mit Silikon medizinischen Grads (Si) (Tabelle I) verbunden. Diese Si/Medikament-Formulierungen enthielt auch Bariumsulfat, ein Bestandteil, der normalerweise hinzugefügt wird, um dem Endproduktes Radiopazität zu verleihen.
Tabelle I.
Probenvorbereitung. Proben von annährend ähnlichen Abmessungen (0,25 cm × 2,5 cm) und Gewichten (67–71 mg) wurden aus der gefertigten Silikonscheiben geschnitten. Bei einer 1%-igen Beschichtung gibt die theoretischen Medikamentenmenge an DEX in den Proben ein Bereich von ungefähr 0,67-0,71 mg DEX wieder. Rechteckigen Stücke von Polyesterstoffgeweben, ungefähr 1 cm × 2,75 cm, wurden als Beutel oder Kissen gestaltet. Dies wurde durch Falten der Gewebestücke in der Mitte und durch Einfügen der Silikonproben zwischen den Falten erreicht. Die drei freien Enden der Beuteln wurde mit TI-CRON # 4 Polyesterfaden per Hand vernäht. Insgesamt wurden 5 Knoten verwendet, um die Probe in dem Beutel zu halten. Die Probe, die zur Behandlungsgruppe E (siehe Tabelle II) gehört, wurde mit Polyester umhüllt, der über die Photolink-Technologie heparinisiert wurde. Alle Handhabungen, Größeneinstellungen, Schneidevorgänge und Wiegevorgänge wurden so sauber wie möglich in einer Gewebekultur Klasse II Sterilbank gemacht. Die Silikonproben wurden mit geblasener Luft gesäubert, bevor sie in den Beuteln plaziert wurden.
Käfig-Testsystem. Zylindrische Käfige, ungefähr 3,5 cm lang und mit Umfang von 1,0 cm, wurden aus Edelstahl-Metalldrahtmaschengewebe hergestellt. Die Käfigen wurden dann in einem umfangreichen Detergenswaschen- und Säuberungszyklus ausgesetzt. In jedem gesäuberten Käfig wurde ein Beutel plaziert, der die Kontrolle (Silikon ohne Medikament) oder das Testmaterial von Interesse enthielt. Leere Käfige wurden ebenfalls als Testkontrollen verwendet. Die Käfig-/Materialkonstruktionen wurden dann dreifach eingetütet und einem ETO-Sterilisierungszyklus ausgesetzt.
Testtiere. Die für die Implantation verwendeten Tiere waren 4 Monate alt, 250–300 g, weibliche Sprague Dawley Ratten, erworben bei Charles River Laboratories, Wilmington, MA. Sie wurden bei Ankunft unter Quarantäne gestellt. Jedes Tier wurde mit einer Tätowierung vor der Operation numeriert. Diese Studie wurde in Übereinstimmung mit den anerkannten Standards der gute Pflege durchgeführt wie skizziert in "Guide for the Care and Use of Laboratory Animals" (NIH 1985).
Implantationsverfahren. Es wurden kurz zwei 1,0 bis 1,5 cm Einschnitte in die Haut auf beiden Seiten der Mittellinie und ungefähr 2 cm über dem Schwanz vorgenommen. Eine Tasche wurde im subkutanen Raum gebildet, gerade unterhalb des rechten und linken Schulterblatts, stumpfe Sektion verwendend. Eine Käfigkonstruktion wurde dann durch den Einschnitt eingesetzt und auf Höhe des Panniculus carnosus positioniert, wobei der Saum gegen den unterliegenden Muskel plaziert war. Die zweite Konstruktion wurde auf der anderen Seite der Ratte auf dieselbe Weise implantiert. Der Hauteinschnitt wurde mit Klemmen verschlossen und die ver schlossene Wunde wurde dann sanft mit Betadin-Lösung besprüht. Die Anzahl von Tiere und Mustern pro Bedingung und ihre festgelegten IDs sind in Tabelle II abgebildet. Insgesamt wurden 30 Proben (2 pro Ratte) in 15 Ratten implantiert. Tabelle II.
A&B = Kontrollen; B ist die echte Kontrolle für C, D und E.
Exudat-Analyse. Exudat wurde an den Tagen 4, 7, 14 und 21 nach der Implantation mit Spritzen von den Käfigen angesaugt. Um Interferenzen mit der inflammatorischen Antwort des Körpers zu vermeiden, wurde nicht mehr als 0,3 ml Exudat von jedem Käfig zu jedem Zeitpunkt entnommen. Um die Präsenz von Infektion zu überprüfen, wurde ein Tropfen von jeder extrahierter Exudatsprobe auf 5 % Schafsblut Agarplatten kultiviert. Die Gesamtleukozytenzahl wurde mit einem Blutzellzählgerät bestimmt. Für eine differentielle Leukozytenbestimmung wurden Exudate, die ungefähr 30.000 weiße Blutzellen (Leukozyten) enthielten, in Teströhrchen mit 3O0μl RPMI-1640 übertragen. Aliquots (200 μl) der Zellsuspension wurden mit einer Zytozentrifuge auf sauberes Glas runterzentrifugiert. Diese Mikroobjektträger wurden mit "Diff-Quick"-Färbung gefärbt und differentiell auf po lymorphonukleare Leukozyten (PMNs), Monozyten-Makrophagen (Mo/M⌀s) und Lymphozyten quantifiziert. Nach der Tag 21 Exudat-Probenentnahme wurden die Ratten durch Kohlendioxid-Erstickung getötet. Käfig-Analyse. Nach der Exudatsnahme am 21. Tag wurden die implantierten Käfige von den getöteten Tieren entfernt und unmittelbar danach makroskopisch durch einen Pathologen untersucht. Die obere Kante des Käfigs wurde mit einer Schere entlang dem inneren Oberflächensaum geschnitten. Intakte und geöffneten Käfige wurde untersucht und beschrieben. Nach der Analyse wurden die Käfigen in 10-%iges Formalin eingetaucht. Um die Menge des fibrösen Gewebes in den explantierten Käfige zu beurteilen, wurden erst die Polyesterbeuteln aus den Käfigen entfernt. Die Käfige wurde dann bei 60°C für 48 Stunden getrocknet und ihre Trockengewichte wurden aufgezeichnet. Das Gewebe wurde anschließend bei der Verdauung in 6N KOH für 2 Stunden bei 80°C entfernt, und das Gewicht jeder gewebelosen Käfigs wurde erneut aufgezeichnet. Der Unterschied zwischen diesen beiden Gewichten bot einen Indikator für den Anteil des trockenen fibrösen Gewebes, das mit jedem Käfig assoziiert war.
Histologie. Eine Probe von jeder Gruppe B, C, D und E wurde nach der Formalinfixierung in phosphatgepufferter Saline gewaschen, durch abgestufte Ethanolwaschungen dehydriert und für die Paraffineinbettung bearbeitet. Vier mikrometerdünne Diagonalschnitte wurden geschnitten und entweder mit Massons Trichrom-Färbung oder Hematoxylin und Eosin-Färbung gefärbt.
Statistische Analyse. Alle Daten werden als Mittelwert ausgedrückt (± Standardfehler des Mittelwerts). Für die Gesamtzellzahl wurde Dunnett's Method bei 95 % Vertrauensbasis (p < 0,05) verwendet, um die Mittelwerte der Gruppen zu vergleichen. Vergleiche der verschiedenen Material-Unter gruppen waren wie folgt: Testmaterialien (C, D, E) gegenüber Kontrollmaterialien (B). An Tag 14 wurde ein hoher Datenpunkt von den Gruppen B und C für die statistische Analyse entfernt. Ähnlich wurde an Tag 21 ein hoher Datenpunkt von allen Gruppen entfernt.
Ergebnisse. Die Dichten an weißen Blutzellen, die in den entnommenen Exudaten bei 4, 7, 14 und 21 Tagen nach Implantation bestimmt wurden, sind in Tabelle III und 19 dargestellt. Allgemein wurde eine graduelle Abnahme der Zahlen nach 4 Tagen mit allen Testgruppen beobachtet. Die DEX-enthaltenden Materialien (C, D, E) erzeugten Zahlen, die bei allen Zeitpunkten beträchtlich niedriger waren als beide Kontrollen (A, B). Ein direkter Vergleich der DEX-vermittelten Zählungen mit denen der Kontrollgruppe B, der echten Kontrolle für diese Studie, enthüllte eine statistisch signifikante Reduzierung zu allen Zeitpunkten. Durch Zusammenlegen der Werte aller DEX-enthaltenden Materialien (C, D, E) und deren Vergleich mit der Kontrolle B kalkulierten wir die prozentuale Reduzierung der Leukozytendichte auf 88,5 % für Tag 4, 82,5 % für Tag 7, 85 % für Tag 14 und 97,4 % für Tag 21.
Tabelle III. Dichte weißer Blutzellen (Zellen/μl)
Es schien keine offensichtlichen Differenzen zwischen Gruppe C, welche die Medikamentenkombination (DEX/DMP) enthielt, und Gruppe D, welche das einzelne Medikament (DEX) enthielt, zu geben. Scheinbar war zum ersten Zeitpunkt von 4 Tagen schon ausreichend DEX vorhanden, um eine Reduzierung der Entzündungszellzahlen zu bewirken. Deshalb schien das DEX den Effekt von DMP maskiert zu haben, und dass, um einen DMP-Effekt zu beobachten, ein wesentlich früherer Zeitpunkt (vielleicht am Tag 1) in Betracht gezogen werden sollte. Im Fall von Gruppen D und E, bei denen die Variation zwischen den zwei Behandlungsgruppen war, dass die Heparinbeschichtung auf das Polyesterstoffgewebe angewendet wurde, waren die Zahlen in Gruppe E, obwohl nicht signifikant verschieden von denen in Gruppe D, zu allen Zeitpunkten übereinstimmend niedriger.
Eine der Explantation folgende makroskopische Untersuchung der Käfige hob die Unterschiede zwischen dem Si/DEX und den Kontrollen weiter hervor. Die Käfige ohne DEX waren gekennzeichnet durch beachtliches Gewebeeinwachstum (Gruppen A und B). Dies war besonders ausgeprägt bei den Käfigen, die den Polyesterbeutel (Gruppe B) enthielten, was erneut das inflammatorische Wesen des Materials beglaubigt. Im allgemeinen waren die Käfige der Gruppe B ausgiebig mit verdicktem lichtdurchlässigen bis undurchsichtigen Gewebeeinwachstum bedeckt, das auch durch multifokale granuläre Röte gekennzeichnet war. Das Stoffgewebe wurde mit dünnem Gewebe bedeckt und mit multifokalen Blutklümpchen auf der Oberfläche gefunden. Bei diesen Käfigen waren ungefähr 5 – 30 des Maschengewebes sichtbar. In deutlichem Kontrast dazu schienen die Käfige, welche die medikamentenbeladenen Proben enthielten (Gruppen C, D, E) im allgemeinen bemerkenswert frei von Gewebeeinwachstum zu sein, mit ungefähr 90 – 95 % des Maschengewebes klar sichtbar. Das Polyestermaterial war mit einer dünnen, transparenten Gewebeschicht bedeckt. Aus einer Gesamtmenge von achtzehn DEX-enthaltenden Proben wurde nur eine infiziert, und die Infektion war wahrscheinlich nicht medikamentbezogen, da sie schon am Tag 4 offensichtlich war, als das Exudat untersucht wurde. Zusätzlich blieb die Infektion sehr lokalisiert für die ganze 21-tägige Dauer der Studie und beeinträchtigte nicht den zweiten Käfig im selben Tier.
Die Menge trockenen fibrösen Gewebes in den Käfigen wurde quantifiziert und verglichen. Die fibröse Kapselbildung bei den medikamentbeladenen Käfigen (C = 45 ± 20,63 mg, D = 22,5 ± 11,66 mg, E = 13,33 ± 7,63 mg) wurde als signifikant niedriger gefunden als bei den Käfigen der Kontrolle B (307 ± 74, 81 mg) und den leeren Käfigen (249, 5 ± 31, 3 mg). Von den drei medikamententhaltenden Gruppen verzeichneten die Käfige mit den heparinisierten Beuteln in Gruppe E das niedrigste Gewicht fibröser Kapseln. Dieser Befund schien konsistent mit den niedrigen Leukozytendichten zu sein, die in Tabelle III beobachtet wurden.
Die Dacron^TM-Beutel von den Käfigen wurden histologisch analysiert, um das Wesen und das Ausmaß des Gewebeeinwachstums zu bestimmen. Wie es der Fall war mit den Kontrollkäfigen (Gruppe B), so waren auch die Dacron-Beutel von den Kontrollkäfigen charakterisiert durch umfangreiches zelluläres und Gewebeeinwachstum (20(a)). Eine nachklingende inflammatorische Antwort, hauptsächlich in Form von Makrophagen und einiger PMNs, war offensichtlich. Multinukleierte Fremdkörperriesenzellen waren ebenfalls sichtbar, die sich um die individuellen Fasern des Polysterstoffgewebes bildeten (20(b)). Zusätzlich zeigte die Probe einen hohen Grad an Vaskularität in und um die Probe. Das auf der äußeren Oberfläche des Dacron beobachtete Gewebe war locker gepackt und zufällig angeordnet, eine Antwort, die mit der übereinstimmt, die bei porösen Implantaten beobachtet wurde. Die innere Oberfläche des Dacron enthüllte auf der anderen Seite dichteres, organisierteres, gutorientiertes fibröses Gewebe, das parallel zur Ebene der Silikonprobe lief. Diese Bildung ist charakteristisch für eine Wirtsreaktion auf nichtporöse Implantate. Im Gegensatz zu den Kontrollen wiesen die Dacron^TM-Beutel, welche die DEX-enthaltenden Silikonproben umgaben, auf ein bemerkenswertes Fehlen von Gewebeeinwachstum hin (20(c) und (d)). In annähernd jedem der Fälle wurde eine sehr dünne Schicht fibrösen Gewebes, dünn besetzt mit abgerundeten Makrophagen, gefunden, die äußere Oberfläche des Stoffgewebes umgebend.
Die vorhergehenden spezifischen Ausführungsformen sind anschaulich für die Praxis der Erfindung. Die vorliegende Erfindung hat beispielsweise weiteren Gebrauch in der rekonstruierenden Chirurgie, so wie Brustimplantate, Wadenimplantate, Gesichtsrekonstruktion und ähnliches. Es ist leicht offensichtlich für einen Fachmann, dass die vorliegende Erfindung, so wie sie auf eine medizinische Vorrichtung Bezug nimmt, die ein biokompatibles, medikamenteluierendes Material umfasst, das mit einem Stoffgewebe überzogen ist, das Gewebeeinwachstum fördert, bei einer breiten Vielfalt von Tissue Engineering Anwendungen praktiziert werden kann.

Claims

Implantierbare Infusionspumpe mit: einer Pumpe, die einen inneren Raum zur Aufnahme einer Flüssigkeit aufweist, einem Abgabekatheter zum Abgeben der Flüssigkeit an einen Patienten, und einem Polyesterbeutel, der die Pumpe umgibt, wobei die Pumpe weiterhin ein konstituierendes Material in engem Kontakt mit einem antiinflammatorischen bzw. entzündungshemmenden Mittel umfasst, wobei das entzündungshemmende Mittel geeignet ist, von der Pumpe freigegeben zu werden und durch den Polyesterbeutel zu eluieren.
Implantierbare Infusionspumpe nach Anspruch 1, bei der das entzündungshemmende Mittel auf die Oberfläche der Pumpe aufgetragen oder an diese geheftet ist.
Implantierbare Infusionspumpe nach Anspruch 2, bei der das entzündungshemmende Mittel Dexamethason, ein Derivat davon oder ein Salz davon ist.