-
Hintergrund
der Erfindung
-
Gebiet der
Erfindung
-
Die
vorliegende Erfindung betrifft ein Verfahren zur Herstellung einer
Zielsubstanz unter Verwendung eines Mikroorganismus, genauer gesagt
betrifft sie Mittel zum Verbessern der Produktivität einer
Substanz, die ein Zielprodukt in einem Verfahren zur Herstellung
einer Zielsubstanz, wie L-Aminosäuren,
Antibiotika, Vitamine, Wachstumsfaktoren und bioaktive Substanzen,
unter Verwendung eines Mikroorganismus ist.
-
Beschreibung
des Standes der Technik
-
Als
typische Verfahren zur Herstellung von Substanzen unter Verwendung
von Mikroorganismen sind Verfahren zur Herstellung von L-Aminosäuren durch
Fermentation bekannt. L-Aminosäuren
werden nicht nur als Würzstoffe
und Nahrungsmittel, sondern auch als Komponenten für verschiedene
Nährmittelgemische
für medizinische
Zwecke eingesetzt. Außerdem
werden sie als Additive für
Tiernahrung, Reagenzien bei der Arzneimittelherstellung und in der
chemischen Industrie und als Wachstumsfaktoren für die Produktion von L-Aminosäuren, wie
L-Lysin und L-Homoserin, unter Verwendung eines Mikroorganismus
eingesetzt. Als Mikroorganismen, die L-Aminosäuren durch Fermentation produzieren
können,
sind coryneforme Bakterien, Escherichia-Bakterien, Bacillus-Bakterien, Serratia-Bakterien
und dergleichen bekannt.
-
Was
die vorstehend beschriebene Produktion von Zielsubstanzen durch
Fermentation betrifft, sind die meisten der Materialien, die als
Ausgangsmaterialien eingesetzt werden, solche, die Saccharide enthalten,
wie Restmelasse. Bei der Aminosäurefermentation
oder der Nucleinsäurefermentation
wird ebenfalls die Kultivierung unter Verwendung eines Saccharids
als Ausgangsmaterial durchgeführt.
Obwohl Zuckerrohr und dergleichen reich lich Stärke enthalten, wird es als
solches kaum als Ausgangsmaterial eingesetzt, vielmehr wird es in
den meisten Fällen
als Zersetzungsprodukt verwendet, worin Stärke beispielsweise in Monosaccharide
oder Disaccharide zersetzt ist. Bei dem Zersetzungsverfahren wird
im Allgemeinen eine Lösung
eines Zucker zersetzenden Enzyms, wie Amylase, verwendet, wodurch
die Stärke,
die ein Polysaccharid ist, in relativ niedrigmolekulare Saccharide,
wie Glucose, Maltose und Maltotriose, zersetzt wird.
-
Bei
der Fermentation unter Verwendung von Gram-negativen Enterobakterien,
wie Escherichia coli (E. coli) verursacht die Verwendung einer solchen
Stärkezersetzungslösung ein
Problem. Beispielsweise verbraucht E. coli die als Hauptkomponente
vorhandene Glucose, E. coli leidet jedoch an der so genannten Glucoserepression,
was bedeutet, dass Oligosaccharide, die zwei oder mehr Monosaccharide
enthalten, wie Maltose, nur verbraucht werden, nachdem die Monosaccharide
vollständig
verbraucht worden sind. Wenn die Fermentation zu einem Zeitpunkt
beendet wird, zu dem nur Glucose, welche die Hauptkomponente der
Stärkezersetzungslösung ist,
verbraucht worden ist, werden Oligosaccharide, wie Maltose, nicht
assimiliert, sondern bleiben ungenutzt. Wenn beabsichtigt wird,
Oligosaccharide nach dem Verbrauch der Glucose zu verbrauchen, muss
außerdem
die Kultivierungsdauer verlängert
werden, was zu einer ineffektiven Verschwendung der Nutzungskosten
führt.
-
Es
ist bekannt, dass E. coli und Salmonella typhimurium im Allgemeinen
an der Glucoserepression leiden. Das heißt, wenn beabsichtigt wird,
Glucose zusammen mit anderen Kohlenstoffquellen, wie Lactose, Maltose
und Glyzerin, zu assimilieren, wird zuerst Glucose assimiliert und
später
werden die anderen Kohlenstoffquellen assimiliert. Monod et al.
haben entdeckt, dass wenn Lactose und Glucose als Kohlenstoffquellen
eingesetzt wurden, ein Zweiphasenwachstum beobachtet wurde, d. h. eine
so genannte Diauxie (Monod, J., Growth, 11, 223–247, 1947). Molekularbiologische
Forschungen haben diesen Mechanismus aufgeklärt. Das heißt, IIAGlc (Glucose-PTS-Enzym
II), welches als Phosphatdonor für
Glucose in der Phosphatkaskade zum Zeitpunkt der Assimilation in
dem Glucosephosphoenolatpyruvat-Zuckerphosphotransferasesystem,
d. h. in dem so genannten PTS-System,
wirkt, liegt in einem dephosphoryliertem Zustand vor. Die dephosphorylierte IIAGlc verursacht den so genannten Induktorausschluss,
bei dem die dephosphorylierte IIAGlc die
Aufnahme anderer Saccharide inhibiert (Postma P. W., Lengeler J.
W. und Jacobson G. R.: in Escherichia coli and Salmonella: Cellular
and Molecular Biology (Hrsg. Neidhardt F. C.), S. 1149–1174, 1996,
ASM Press, Washington D. C.).
-
Die
Aufnahme von Maltose in Escherichia coli leidet unter der Glucoserepression,
die durch die Wechselwirkung zwischen der dephosphorylierten IIAGlc und dem MalK-Protein verursacht wird,
welches das Aufnahmesystem für
Maltose durch Nicht-PTS darstellt. Das heißt, wenn das Bakterium Glucose
aufnimmt, ist IIAGlc in der Zelle im Überschuss
vorhanden und bindet an das MalK-Protein, wobei die Aufnahme von
Maltose inhibiert wird. Außerdem
wurde ein mutierter Stamm, der verbesserte Aufnahme von Maltose
in Anwesenheit eines Glucoseanalogons zeigte, erhalten, und es ist
bekannt, dass dieser mutierter Stamm eine Mutation in dem malK-Gen
hat, welches für
das MalK-Protein codiert (Dean D. A. et al., Regulation of the Maltose
Transport System of Escherichia coli by the Glucose-specific Enzyme
III of the Phosphoenolpyruvate-Sugar Phosphotransferase System.,
J. Biol. Chem., 265 (34), 21005–21010,
1990; Kuhnau, S. et al., The Activities of the Escherichia coli
MalK Protein in Maltose Transport and Regulation, and Inducer Exclusion
Can Be Separated by Mutations, J. Bacteriol., 173 (7), 2180–2186, 1991).
-
Außerdem wurde
für IIAGlc ein mutierter Stamm berichtet, der ein
mutiertes Protein enthält,
welches eine verringerte Bindung mit Lactosepermease zeigt (Zeng,
G. A. et al., Mutation alanalysis of the enzyme IIIGlc of the phosphoenolpyruvate
phosphotransferease system in Escherichia coli. Res. Microbiol.,
143, 251–261,
1992). Die Lactosepermease ist ein Enzym zur Aufnahme von Lactose,
welche eines der Nicht-PTS-Saccharide
ist.
-
Es
ist jedoch nicht bekannt, ob die vorstehend genannten mutierten
Stämme
Maltose in Anwesenheit von Glucose gleichzeitig assimilieren.
-
Zusammenfassende
Darstellung der Erfindung
-
Eine
Aufgabe der vorliegenden Erfindung ist es, die Assimilationsfähigkeit
eines Mikroorganismus für Oligosaccharide,
insbesondere Maltose, bei der Produktion einer Substanz durch Fermentation
unter Verwendung des Mikroorganismus mit einer Kohlenstoffquelle,
die Glucose und Oligosaccharide, wie Stärkezersetzungslösungen,
enthält,
zu verbessern.
-
Die
Erfinder der vorliegenden Erfindung haben eingehende Studien durchgeführt, um
die vorstehend genannte Aufgabe zu lösen. Als Ergebnis haben sie
gefunden, dass ein Mikroorganismus, bei dem die Wechselwirkung zwischen
dem IIAGlc-Protein von Glucose-PTS und einem
Protein, das an der Nicht-PTS-Aufnahme von Maltose beteiligt ist,
verringert oder ausgeschaltet wurde, Maltose selbst in Anwesenheit
von Glucose assimilieren konnte, wodurch die vorliegende Erfindung
gemacht wurde.
-
Das
heißt,
die vorliegende Erfindung stellt Folgendes bereit.
- (1) Ein Verfahren zur Herstellung einer Zielsubstanz unter Verwendung
eines Mikroorganismus, welches das Kultivieren des Mikroorganismus
in einem Medium unter Produktion und Anhäufung der Zielsubstanz in dem
Medium und das Gewinnen der Zielsubstanz aus dem Medium umfasst,
wobei der Mikroorganismus ein mutanter oder rekombinanter Stamm
eines Mikroorganismus ist, worin die Maltoseassimilation durch die
Wechselwirkung zwischen dem IIAGlc-Protein
von Glucose-PTS und dem MalK-Protein kontrolliert wird, die Wechselwirkung
zwischen dem IIAGlc-Protein und dem MalK-Protein
des mutanten oder rekombinanten Stammes verringert oder ausgeschaltet
ist, der Stamm Glucose und Maltose aufnehmen kann und das Medium
Glucose und Oligosaccharide als Kohlenstoffquellen enthält.
- (2) Das Verfahren nach (1), wobei das Oligosaccharid Maltose
ist.
- (3) Das Verfahren nach (1) oder (2), wobei die Wechselwirkung
zwischen dem IIAGlc-Protein von Glucose-PTS
und MalK verringert oder ausgeschaltet ist, weil das in dem Mikroorganismus
enthaltene MalK-Protein eine Mutation hat, die unter einer Mutation
zum Substituieren eines Thr-Restes gegen den Ala-Rest an Position
124 und einer Mutation zum Substituieren eines Gln-Restes gegen den
Leu-Rest an Position 327 ausgewählt
ist.
- (4) Das Verfahren nach einem der Punkte (1) bis (3), wobei die
Wechselwirkung zwischen dem IIAGlc-Protein
von Glucose-PTS und MalK verringert oder ausgeschaltet ist, weil
das in dem Mikroorganismus enthaltene IIAGlc-Protein
eine Mutation hat, die unter einer Mutation zum Substituieren eines
Ser-Restes gegen den Gly-Rest an Position 47 und einer Mutation
zum Substituieren eines Thr-Restes gegen den Ala-Rest an Position
76 ausgewählt
ist.
- (5) Das Verfahren nach einem der Punkte (1) bis (4), wobei die
Zielsubstanz eine L-Aminosäure
ist.
- (6) Das Verfahren nach (5), wobei die Zielsubstanz aus der Gruppe
ausgewählt
ist, die aus L-Lysin, L-Threonin und L-Phenylalanin besteht.
- (7) Das Verfahren nach einem der Punkte (1) bis (6), wobei der
Mikroorganismus ein Escherichia-Bakterium ist.
-
Erfindungsgemäß kann die
Assimilationsfähigkeit
eines Mikroorganismus für
Oligosaccharide, insbesondere Maltose, bei der Herstellung einer
Substanz durch Fermentation unter Verwendung des Mikroorganismus
mit einer Kohlenstoffquelle, die Glucose und ein Oligosaccharid,
beispielsweise eine Stärkezersetzungslösung, enthält, verbessert
werden.
-
Kurze Erklärung der
Zeichnungen
-
1 zeigt
die Struktur des Plasmidvektors pTS1 mit einem temperaturempfindlichen
Replikationsursprung.
-
2 zeigt
das Wachstum von E. coli W3100(tyrA)malK1 in einem Medium, das Glucose
und Maltose enthält.
-
3 zeigt
das Wachstum von E. coli W3100(tyrA)crr3 in einem Medium, das Glucose
und Maltose enthält.
-
4 zeigt
das Wachstum von E. coli W3100(tyrA)malK327 in einem Medium, das
Glucose und Maltose enthält.
-
Bevorzugte
Ausführungsformen
der Erfindung
-
Im
Folgenden wird die vorliegende Erfindung eingehend beschrieben.
-
Die
Zielsubstanz, die durch den Mikroorganismus gemäß der vorliegenden Erfindung
produziert wird, kann unter verschiedenen L-Aminosäuren, beispielsweise
L-Threonin, L-Lysin, L-Glutaminsäure, L-Leucin, L-Isoleucin,
L-Valin, L-Phenylalanin und dergleichen, ausgewählt werden. Besonders bevorzugte
L- Aminosäuren sind
L-Lysin, L-Threonin und L-Phenylalanin. Zusätzlich kann die Zielsubstanz
eine beliebige der Substanzen sein, die herkömmlicherweise durch Mikroorganismen
unter Verwendung eines Mediums, das Glucose und ein Oligosaccharid,
wie Maltose, als Kohlenstoffquellen enthält, sein und kann eine Nucleinsäure, wie
Guanylsäure
und Inosinsäure,
ein Vitamin, ein Antibiotikum, ein Wachstumsfaktor, eine bioaktive
Substanz oder dergleichen sein. Die vorliegende Erfindung kann natürlich für beliebige
andere Substanzen eingesetzt werden, solange die Substanzen eine
Kohlenstoffquelle zu ihrer Biosynthese benötigen, selbst wenn sie derzeit nicht
unter Verwendung eines Mikroorganismus produziert werden.
-
Der
in der vorliegenden Erfindung eingesetzte Mikroorganismus ist ein
Mikroorganismus, bei dem die Maltoseassimilation durch eine Wechselwirkung
zwischen dem IIAGlc-Protein von Glucose-PTS
und einem Protein, das bei der Nicht-PTS-Aufnahme von Maltose beteiligt
ist, kontrolliert wird. Genauer gesagt können Bakterien der Gruppe der
Enterobakterien genannt werden, wie Escherichia-Bakterien, Enterobacter-Bakterien, und
Klebsiella-Bakterien,
coryneforme Bakterien, Bacillus-Bakterien, Serratia-Bakterien und
dergleichen. Es handelt sich vorzugsweise um einen Mikroorganismus,
der Gensubstitutionen erlaubt. Ob ein Mikroorganismus für die vorliegende
Erfindung eingesetzt werden kann oder nicht, kann beispielsweise
durch Beobachten des Wachstums eines Wildtypstammes des Mikroorganismus
in einem Medium, das Glucose und Maltose als Kohlenstoffquellen
enthält,
und durch Feststellen, ob das Zweiphasenwachstum, die so genannte
Diauxie, beobachtet wird oder nicht, bestimmt werden. Wenn Diauxie
beobachtet wird, wird angenommen, dass die Maltoseassimilation durch
eine Wechselwirkung des IIAGlc-Proteins
von Glucose-PTS und einem Protein, das an der Nicht-PTS-Aufnahme von Maltose
beteiligt ist, kontrolliert wird.
-
Spezifische
Beispiele von Mikroorganismen, die für die vorliegende Erfindung
eingesetzt werden können,
umfassen Escherichia coli AJ11442 (NRRL B-12185 und FERM BP-1543,
vergleiche das US-Patent Nr. 4,346,170), Brevibacterium lactofermentum
AJ3990 (ATCC31269, vergleiche das US-Patent Nr. 4,066,501) usw.
für L-Lysin
als Zielsubstanz, Escherichia coli VKPM B-3996 (RIA1867, vergleiche
das US-Patent Nr. 5,175,107), Corynebacterium acetoacidophilum AJ12318
(PERM BP-1172, vergleiche das US-Patent Nr. 5,188,949) usw. für L-Threonin,
Escherichia coli AJ12604 (FERM BP-3579, vergleiche die Europäische Patentveröffentlichung
Nr. 488,424), Brevibacterium lactofermentum AJ12637 (FERM BP-4160,
vergleiche die Französische
Patentveröffentlichung
Nr. 2,686,898) usw. für
L-Phenylalanin, Escherichia coli AJ12624 (FERM BP-3853, vergleiche
die Französische
Patentveröffentlichung
Nr. 2,680,178), Brevibacterium lactofermentum AJ12475 (FERM BP-2922,
vergleiche das US-Patent Nr. 5,272,067) und dergleichen für L-Glutaminsäure, Escherichia
coli AJ11478 (FERM P-5274, vergleiche die Japanische Patentveröffentlichung
(Kokoku) Nr. 62-34397), Brevibacterium lactofermentum AJ3718 (FERM
P-2516, vergleiche das US-Patent Nr. 3,970,519) usw. für L-Leucin,
Escherichia coli KX141 (VKPM B-4781,
vergleiche die Europäische
Patentveröffentlichung Nr.
519,113), Brevibacterium flavum AJ12149 (FERM BP-759, vergleiche
das US-Patent Nr. 4,656,135) usw. für L-Isoleucin, Escherichia
coli VL1970 (VKPM B-4411, vergleiche die Europäische Patentveröffentlichung
Nr. 519,113), Brevibacterium lactofermentum AJ12341 (FERM BP-1763,
vergleiche das US-Patent Nr. 5,188,948) usw. für L-Valin und dergleichen.
-
Außerdem können, wenn
die Zielsubstanz L-Lysin, L-Threonin oder L-Phenylalanin ist, Stämme, die durch
Einführen
eines Plasmids pVIC40, pCABD2 oder pMGAL1, die mit einem Gen, das
bei der Produktion jeder der Aminosäuren beteiligt ist, in E. coli
W3100 (tyrA) erhalten werden, auch in geeigneter Weise eingesetzt
werden, wobei diese in den nachstehenden Beispielen beschrieben
werden.
-
Außerdem kann
in den Mikroorganismen, die für
die vorliegende Erfindung eingesetzt werden, die Aktivität eines
Proteins, das an der Produktion der Zielsubstanz beteiligt ist,
verstärkt
werden, oder die Aktivität eines
Proteins, das an der Zersetzung oder dergleichen der Zielsubstanz
beteiligt ist, kann in Abhängigkeit
von der Zielsubstanz verringert werden.
-
Der
für die
vorliegende Erfindung eingesetzte Mikroorganismus ist ein mutierter
oder rekombinanter Stamm, der aus einem vorstehend beschriebenen
Mikroorganismus als Ausgangsstamm erhalten wird, wobei die Wechselwirkung
zwischen dem IIAGlc-Protein von Glucose-PTS
und einem Protein, das an der Nicht-PTS-Aufnahme von Maltose beteiligt ist,
verringert oder eliminiert ist, es ist jedoch ein Mikroorganismus, der
Glucose und Maltose aufnehmen kann. Das heißt, in der vorliegenden Erfindung
enthalten das IIAGlc-Protein und das Protein,
das an der Nicht-PTS-Aufnahme
von Maltose beteiligt ist, eine Mutation, welche die Aufnahme von
Glucose und Maltose im Wesentlichen nicht beeinflusst, obwohl sie
die Wechselwirkung zwischen ihnen verringert oder ausschaltet.
-
In
Escherichia coli wird das IIAGlc-Protein
von dem crr-Gen codiert. Außerdem
kann als Protein, das an der Nicht-PTS-Aufnahme von Maltose beteiligt ist,
das MalK-Protein genannt werden, welches von dem malK-Gen in Escherichia
coli codiert wird.
-
Um
die Wechselwirkung des IIAGlc-Proteins und
des Proteins, das an der Nicht-PTS-Aufnahme von Maltose beteiligt
ist, zu verringern oder auszuschalten, kann eine Mutation, welche
die Wechselwirkung zwischen diesen Proteinen verringert oder ausschaltet,
in eines oder beide der Gene, die für diese Proteine codieren,
eingeführt
werden.
-
Ein
crr-Gen oder malK-Gen, das eine vorstehend genannte Mutation aufweist,
kann beispielsweise durch Isolieren des crr-Gens oder des malK-Gens aus einem mutierten
Stamm, der in einem Medium, das Maltose als Kohlenstoffquelle und
ein Glucoseanalogon, wie 2-Deoxyglucose, enthält, wachsen kann, erhalten werden.
Als mutiertes malK-Gen, das wie vorstehend beschrieben erhalten
werden kann, ist ein mutiertes malK-Gen mit einer Mutation zur Substitution
eines Thr-Restes gegen den Ala-Rest 124 des codierten MalK-Proteins
bekannt (Dean, D. A. et al., J. Biol. Chem., 265 (34), 21005–21010,
1990; Kuhnau, S. et al., J. Bacteriol., 173 (7), 2180–2186, 1991).
Außerdem
kann ein mutiertes malK-Gen, das für ein MalK-Protein codiert
und eine Mutation aufweist, bei der ein Gln-Rest gegen den Leu-Rest in Position
327 ausgetauscht ist (L327Q-Typ Mutation), welche durch die Erfinder
der vorliegenden Erfindung erhalten wurde, für die vorliegende Erfindung
ebenfalls eingesetzt werden. Außerdem
kann ein mutiertes malK-Gen, das für ein mutiertes MalK-Protein
codiert, das sowohl eine Mutation, bei der ein Thr-Rest gegen den
Ala-Rest in Position 124 ausgetauscht ist, als auch eine Mutation
aufweist, bei der ein Gln-Rest gegen den Leu-Rest in Position 327
ausgetauscht ist, für
die vorliegende Erfindung ebenfalls verwendet werden.
-
Andererseits
ist ein Beispiel des mutierten crr-Gens ein crr-Gen, das eine Mutation, bei der ein Ser-Rest
gegen den Gly-Rest
in Position 47 des codierten IIAGlc-Proteins
ausgetauscht ist, eine Mutation, bei der ein Thr-Rest gegen den
Ala-Rest in Position 76 ausgetauscht ist, oder beide dieser Mutationen
enthält.
-
Die
Positionen der vorstehend genannten Mutationen werden von dem Met-Rest,
welcher dem Initiationscodon entspricht, das als erstes Codon angenommen
wird, nummeriert. Zusätzlich
können
das malK-Gen oder das crr-Gen eine oder mehrere Mutationen enthalten,
welche keine erfindungsgemäßen Mutationen
sind, so dass Deletionen, Substitutionen oder Insertionen eines oder
mehrerer Aminosäurereste
in dem codierten MalK-Protein oder IIAGlc-Protein
auftreten können.
Es können
selbst solche malK-Gene
oder crr-Gene für
die vorliegende Erfindung eingesetzt werden, solange die Wechselwirkung
zwischen dem MalK-Protein und dem IIAGlc-Protein
verringert oder ausgeschaltet ist und die Aufnahme von Glucose und
Maltose im Wesentlichen nicht beeinträchtigt wird. Wenn das MalK-Protein
oder das IIAGlc-Protein eine Deletion oder Insertion
eines oder mehrerer Aminosäurereste
aufweist, sollten sich die Positionen der vorstehend genannten Mutationen
verändern.
Wenn beispielsweise das MalK-Protein eine Deletion eines Aminosäurerestes
auf der N-terminalen
Seite des Leu-Restes in Position 327 aufweist, sollte der Leu-Rest
327 die Position 326 bekommen. Auch in einem solchen Fall entspricht
der Leu-Rest in Position 326 dem Leu-Rest in Position 327 eines
Wildtypproteins. Deshalb sollen in der vorliegenden Beschreibung
die Positionen der Mutationen Positionen darstellen, welche den Positionen
in einem Wildtypgen oder einem Wildtypprotein entsprechen.
-
Als
Verfahren zum Einführen
der vorstehend genannten Mutationen in das malK-Gen und/oder das crr-Gen
kann ein Verfahren zum Einführen
einer Zielmutation in das malK-Gen und/oder crr-Gen durch ortsspezifische Mutagenese
oder dergleichen, wobei ein mutiertes Gen erhalten wird, und das
Substituieren des erhaltenen mutierten Gens gegen das malK-Gen und/oder
crr-Gen auf einem Chromosom des Mikroorganismus durch Gensubstitution
unter Einsatz der homologen Rekombination genannt werden.
-
Eine
solche Gensubstitution kann beispielsweise auf dieselbe Weise wie
die Gensubstitution unter Verwendung des nachstehend beschriebenen
temperaturempfindlichen Plasmids durchgeführt werden. Beispiele der temperatursensitiven
Plasmide von Escherichia coli umfassen pMAN031 (J. Bacteriol., 162,
1196, 1985), pMAN997 (WO99/03988) und dergleichen. Diese Plasmide
können
in Escherichia coli zumindest bei 30°C autonom replizieren, sie können jedoch
bei 37–42°C nicht autonom
replizieren.
-
Außerdem kann
ein mutierter Stamm mit einer Zielmutation in dem malK-Gen und/oder
crr-Gen auch durch Behandeln eines Mikroorganismus durch UV-Bestrahlung
oder mit einem Mutagenisierungsmittel, das für eine übliche Mutagenisierungsbehandlung
eingesetzt wird, wie N-Methyl-N'-nitro-N-nitrosoguanidin
(NTG) oder salpetrige Säure,
und Selektieren eines Stammes, der in einem Medium wachsen kann,
welches ein Glucoseanalogon, wie 2-Deoxyglucose, enthält, erhalten werden.
-
Ob
ein erhaltener Kandidatenstamm ein Zielmutantenstamm ist oder nicht,
kann durch Isolieren des malK-Gens oder des crr-Gens aus dem Kandidatenstamm und Untersuchen
seiner Nucleotidsequenz um die Mutationsstelle herum bestätigt werden.
-
Als
Medium, das für
die Kultivierung des erfindungsgemäßen Stammes eingesetzt wird,
können
herkömmlicherweise
eingesetzte gut bekannte Medien in Abhängigkeit von der Art des zu
verwendenden Mikroorganismus eingesetzt werden. Das heißt, übliche Medien,
die eine Kohlenstoffquelle, Stickstoffquelle, anorganische Ionen
und andere organische Komponenten, je nach Bedarf, enthalten, können eingesetzt
werden. Es ist jedoch bevorzugt, ein Medium einzusetzen, das Glucose
und ein Oligosaccharid, wie Maltose, als Kohlenstoffquellen enthält.
-
Als
Kohlenstoffquelle, die nicht Glucose und Maltose ist,. können Zucker,
wie Lactose, Galactose und Stärkehydrolysat,
Alkohole, wie Glycerin und Sorbitol, organische Säuren, wie
Fumarsäure,
Citronensäure
und Bernsteinsäure,
und dergleichen eingesetzt werden.
-
Als
Stickstoffquelle können
anorganische Ammoniumsalze, wie Ammoniumsulfat, Ammoniumchlorid und
Ammoniumphosphat, organi scher Stickstoff, wie Sojabohnenhydrolysat,
Ammoniakgas, wässriges
Ammoniak und dergleichen eingesetzt werden.
-
Als
organische Spurennährstoffquellen
können
geeignete Mengen der erforderlichen Substanzen, wie Vitamin B1, L-Homoserin und L-Tyrosin, Hefeextrakt
und dergleichen vorzugsweise enthalten sein. Zusätzlich zu diesen werden nach
Bedarf kleine Mengen von Kaliumphosphat, Magnesiumsulfat, Eisenionen,
Manganionen und dergleichen zugegeben.
-
Die
Kultivierung kann unter bekannten Bedingungen durchgeführt werden,
die herkömmlicherweise
in Abhängigkeit
von dem einzusetzenden Mikroorganismus eingesetzt werden. Beispielsweise
wird die Kultivierung vorzugsweise unter aeroben Bedingungen während 16–120 Stunden
durchgeführt.
Die Kultivierungstemperatur wird auf 25–45°C kontrolliert, und der pH-Wert
wird während
der Kultivierung auf 5–8
kontrolliert. Anorganische oder organische saure oder alkalische
Substanzen sowie Ammoniakgas und dergleichen können für die pH-Werteinstellung verwendet
werden.
-
Um
ein metabolisches Produkt aus einem Medium nach Beendigung der Kultivierung
zu gewinnen ist erfindungsgemäß kein spezielles
Verfahren erforderlich. Das heißt,
die Gewinnung der Zielsubstanz kann durch eine Kombination bekannter
Verfahren durchgeführt
werden, beispielsweise solche unter Verwendung eines Ionenaustauscherharzes,
Ausfällung
und dergleichen.
-
Beste Ausführungsform
der Erfindung
-
Im
Folgenden wird die vorliegende Erfindung anhand der folgenden Beispiele
genauer erklärt.
Die in den folgenden Beispielen verwendeten Reagenzien wurden von
Wako Pure Chemicals oder Nakarai Tesque bezogen, wenn nichts anderes
angegeben ist. Die Zusammensetzungen der in jedem Beispiel verwendeten Medien
sind nachstehend gezeigt. [L-Medium]
Bactotryptonpepton
(DIFCO) | 10
g/l |
Hefeextrakt
(DIFCO) | 5
g/l |
NaCl | 5
g/l |
-
Es
wurde 20 Minuten bei 120°C
autoklaviert. [L-Agarmedium] L-Medium
-
Es
wurde 20 Minuten bei 120°C
Dampf sterilisiert. [SOC-Medium]
Bactotryptonpepton
(DIFCO) | 20
g/l |
Hefeextrakt
(DIFCO) | 5
g/l |
10 mM NaCl
2,5 mM KCl
10 mM MgSO
4 10 mM MgCl
2 20
mM Glucose
-
Die
Komponenten, ausgenommen die Magnesiumlösung und Glucose, wurden autoklaviert
(120°C, 20
Minuten), dann mit 2 M Magnesiumstammlösung (1 M MgSO
4,
1 M MgCl
2) und 2 M Glucoselösung versetzt, wobei
diese Lösungen
vorher durch einen 0,22 μm
Filter und dann nochmals durch einen 0,22 μm Filter filtriert worden waren. [M9-Minimalmedium]
Na2HPO4·12H2O | 80
g/l |
KH2PO4 | 15
g/l |
NaCl | 2,5
g/l |
NH4Cl | 5
g/l |
MgSO4·7H2O | 246,48
mg/l |
Saccharid
(Glucose oder Maltose oder Gemisch dieser beiden bei | |
einem
geeigneten Verhältnis) | 5
g/l |
pH
7,0 | |
-
MgSO
4 und Glucose wurden getrennt voneinander
sterilisiert (120°C,
20 Minuten) und zugegeben. Eine geeignete Menge an Aminosäuren und
Vitaminen wurden nach Bedarf zugegeben. Der pH-Wert wurde mit NaOH eingestellt. [M9-Minimalagarmedium] M9-Minimalmedium
[Aminosäureproduktionsmedium]
(NH4)2SO)4 | 20
g/l |
KH2PO4 | 1
g/l |
MgSO4·7H2O | 1
g/l |
FeSO4·7H2O | 10
mg/l |
MnSO4·4H2O | 10
mg/l |
Hefeextrakt
(DIFCO) | 2
g/l |
Saccharid
(Glucose oder Maltose oder Gemisch dieser beiden bei einem geeigneten
Verhältnis) | 40
g/l |
L-Tyrosin | 100
mg/l |
CaCO3 (Japanisches Arzneibuch) | 30
g/l |
Streptomycin | 50
mg/l. |
-
Das
Saccharid, MgSO4·7H2O
und Streptomycin wurden getrennt voneinander sterilisiert. Die anderen Komponenten
wurden gemischt, mit KOH auf einen pH-Wert von 7,0 eingestellt und
10 Minuten bei 115°C
autoklaviert. CaCO3 wurde 2 Tage bei 180°C einer Trockensterilisation
unterzogen. Streptomycin wurde durch Filtration sterilisiert.
-
Beispiel 1: Einführung einer
Mutation in das malK-Gen und Bestätigung der Verbesserung der
Maltoseassimilationseigenschaft
-
Eine
Kolonie von E. coli W3100 wurde in 5 ml L-Medium eingeimpft und über Nacht
unter Schütteln kultiviert.
Aus den erhaltenen Zellen wurde die chromosomale DNA unter Einsatz
eines Wizard Genomic DNA Purification Kit (Promega) präpariert.
Die PCR wurde unter Verwendung der vorstehenden chromosomalen DNA
als Matrize und den nachstehend gezeigten Primern durchgeführt.
-
[Primer 1]
-
- 5'-GGCGGTAATGTGGAGATGCGCACATAAAATCGCC-3' (SEQ ID NR: 1)
-
[Primer 2]
-
- 5'-CCTGAGTCATTGCTTTTCTTTTTTCACATCACCTGTGAC-3' (SEQ ID NR: 2)
-
Die
PCR wurde unter Verwendung von Pyrobest DNA-Polymerase, hergestellt
von Takara Shuzo, und gemäß der dem
Enzym beigefügten
Anweisung durchgeführt.
Nach dem vollständigen
Ablauf der Reaktion wurde das Amplifikationsprodukt unter Verwendung
eines BKL-Kit, hergestellt von Takara Shuzo, abgestumpft und phosphoryliert.
Das amplifizierte Fragment wurde unter Verwendung des Ligation Kit
ver.2 (Takara Shuzo) an pSTV28 (Takara Shuzo), der mit einem Restriktionsenzym
SmaI (Takara Shuzo) und dann dephosphoryliert worden war, ligiert.
Dieses Ligationsreaktionsgemisch wurde nach dem Verfahren von Hanahan
et al. in E. coli JM109 transformiert (Hanahan, D., Studies on transformation
of Escherichia coli with plasmids, J. Mol. Biol., 166, 557–580, 1983).
Die Auswahl der Transformanten wurde auf einem L-Agarmedium durchgeführt, welches 50 μg/ml Chloramphenicol
(Cm), 0,2 mM IPTG (Isopropyl-1-thio-β-D-galactopyranosid) und 40 μg/ml X-gal (5-Brom-4-chlor-3-indolyl-β-D-galactopyranosid)
enthielt. Aus den Transformanten wurde auf herkömmliche Weise ein Plasmid extrahiert,
und die Nucleotidsequenz des eingefügten Fragments wurde bestimmt,
um zu bestätigen,
dass das malK-Gen in die SmaI-Schnittstelle von pSTV28 eingeführt worden
war. Das Plasmid wurde pSTVmalK genannt.
-
Die
Nucleotidsubstitution des malK-Gens auf pSTVmalK wurde wie folgt
durchgeführt.
Es wurde beschlossen, die Substitution von A gegen G in der Position
370 (Substitution von Thr gegen den Ala-Rest in Position 124 des
MalK-Proteins) einzuführen.
Die Positionen in den Nucleotidsequenzen, die hier verwendet werden,
werden von dem A des Initiationscodons ATG an nummeriert, welches
als das erste Nucleotid angenommen wurde, und die Positionen der
Aminosäurereste
werden von dem Met-Rest, welcher dem Initiationscodon entspricht
und als die erste Aminosäure
angenommen wurde, nummeriert.
-
Zunächst wurde
die Substitution des Nucleotids auf dem Plasmid unter Verwendung
von QuickChangeTM Site-Directed Mutagenesis
Kit (STRATAGENE) durchgeführt.
Die Sequenzen der für
das Einführen
der malK-Mutation eingesetzten Primer sind wie folgt.
-
[Primer 3]
-
- 5'-CGGAAGTGCTACAACTGACGCATTTGCTGGATCGC-3' (SEQ ID NR: 3)
-
[Primer 4]
-
- 5'-GCGATCCAGCAAATGCGTCAGTTGTAGCACTTCCG-3' (SEQ ID NR: 4)
-
Die
Einführung
der Mutation wurde durch Bestimmung der Nucleotidsequenz der betroffenen
Stelle gemäß der dem
Kit beigefügten
Anweisung bestätigt.
Das produzierte Plasmid wurde pSTVmalK-A124T genannt. Das Plasmid
wurde mit den Restriktionsenzymen EcoRI und HindIII (beide von Takara
Shuzo) verdaut und an dieselben Restriktionsenzymschnittstellen
eines Plasmidvektors pTS1 mit einem temperaturempfindlichen Replikationsursprung
ligiert.
-
pTS1
wurde durch Austauschen der Pst-I-Hind-III-Fragmente von pMAN031
(Matsuyama, S. und Mizushima S., Construction and characterization
of a deletion mutation lacking micF, a proposed regulatory gene for
OmpF synthesis in Escherichia coli., J. Bacteriol., 162 (3), 1196–1202, 1985)
und pBR322 (von Takara Shuzo) erhalten (1). Das
hergestellte Plasmid wurde pTSmalK-A124T genannt.
-
Die
homologe Rekombination des malK-Gens mit malK auf dem Chromosom
von E. coli W3100 (tyrA) (vergleiche die Europäische Patentveröffentlichung
Nr. 488,424) gemäß einem üblichen
Verfahren für
die homologe Rekombination (Matsuyama, S. und Mizushima, S., J.
Bacteriol., 162(3), 1196–1202,
1985) wurde unter Ausnutzung der Temperaturempfindlichkeit des vorstehend
genannten Plasmids pTSmalK-A124T durchgeführt.
-
Kurz
gesagt wurde E. coli W3100 (tyrA) nach dem Verfahren von Hanahan
et al. (J. Mol. Biol., 166, 557–580)
unter Verwendung von pTSmalK-A124T transformiert. Eine Kolonie,
die nach der Kultivierung bei 30°C
auftrat, wurde in 5 ml eines L-Mediums, das 50 μg/ml Ampicillin enthielt, in
einem Teströhrchen
eingeimpft und bei 30°C über Nacht
unter Schütteln
kultiviert. Die Kulturbrühe
wurde 103- bis 104-fach
verdünnt,
und 0,1 ml der Verdünnung
wurde auf L-Agarmedium, das 50 μg/ml
Ampicillin enthielt, aufgetragen und über Nacht bei 42°C kultiviert.
Eine auftretende Kolonie wurde in 5 ml L-Medium in einem Teströhrchen eingeimpft
und über Nacht
bei 30°C
unter Schütteln
kultiviert. Diese Kulturbrühe
in einem Volumen von 0,1 ml wurde in 5 ml L-Medium in einem Teströhrchen eingeimpft
und bei 37–42°C während 3–4 Stunden
unter Schütteln
kultiviert. Diese Kulturbrühe
wurde 103- bis 107-fach
verdünnt,
und 0,1 ml der Verdünnung
wurde auf L-Agarmedium aufgetragen und über Nacht bei 37–42°C kultiviert.
Die Ampicillinempfindlichkeit einer auftretenden Kolonie wurde bestätigt.
-
Der
Mutationspunkt des mit dem Zielgen substituierten Stammes wurde
wie folgt bestätigt.
Eine PCR wurde unter Einsatz der vorstehend genannten Kolonie als
Matrize und Pyrobest-DNA- Polymerase
durchgeführt.
Primer 1 und Primer 2 wurden als Primer eingesetzt, und die PCR
wurde nach der dem Enzym beigefügten
Anweisung durchgeführt.
Nach dem vollständigen
Ablauf der Reaktion wurde das Reaktionsgemisch einer Gelfiltration
unterworfen, um die restlichen Primer aus dem Reaktionsgemisch zu
entfernen. Die verwendete Säule
war MicroSpinTM S-400HR (hergestellt von
Amersham Pharmacia Biotech), und es wurde das Verfahren gemäß der der
Säule beigefügten Anweisung
durchgeführt.
Das erhaltene PCR-Produkt war ein mutiertes malK-Gen des malK-Gen-substituierten
Stammes. Die Nucleotidsequenz dieses Gens wurde hauptsächlich in dem
Bereich bestimmt, welcher den Mutationspunkt enthielt. Es wurde
bestätigt,
dass der mutierte Stamm die gewünschte
Mutation in dem malK-Gen enthielt. Der Stamm wurde E. coli W3100
(tyrA)malK1 genannt.
-
Das
Wachstum von E. coli W3100 (tyrA)malK1 in einem Medium, das aus
M9-Medium bestand, dem 0,05 Glucose und 0,45% Maltose beigefügt war,
wurde durch OD-Messung überwacht
(2). E. coli W3100 (tyrA) wurde als Kontrolle verwendet.
Aus den in 2 gezeigten Ergebnissen geht
hervor, dass obwohl das Zweiphasenwachstum, das heißt die so
genannte Diauxie, für
E. coli W3100 (tyrA) beobachtet wurde, ein solches Zweiphasenwachstum
für den
Stamm mit der eingeführten
malK-Mutation, E. coli W3100 (tyrA)malK1, nicht beobachtet wurde.
Es wurde also gefunden, dass aufgrund der Einführung der malK-Mutation der
Induktorausschluss nicht verursacht wurde und Maltose gleichzeitig
mit der Glucoseassimilation assimiliert wurde.
-
Beispiel 2: Einführen einer
Mutation in das crr-Gen und Bestätigung
der Verbesserung der Maltoseassimilationseigenschaft
-
In
diesem Beispiel wurde entschieden, eine Mutation in das crr-Gen
einzuführen,
um die Wechselwirkung zwischen dem MalK-Protein und dem crr-Genprodukt IIAGlc zu verringern.
-
Eine
Kolonie von E. coli W3100 wurde in 5 ml L-Medium eingeimpft und über Nacht
unter Schütteln kultiviert.
Aus den erhaltenen Zellen wurde chromosomale DNA unter Einsatz des
Wizard Genomic DNA Purification Kit (Promega) hergestellt. Die PCR
wurde unter Verwendung der vorstehend genannten chromosomalen DNA
als Matrize und den folgenden Primern durchgeführt.
-
[Primer 5]
-
- 5'-GATTTCTTTAGTATCGGCACCAATGATTTAACGC-3' (SEQ ID NR: 5)
-
[Primer 6]
-
- 5'-RAATTGCCGCGATCTAGACAGTGCCATTGC-3' (SEQ ID NR: 6)
-
Die
PCR wurde unter Einsatz der Pyrobest DNA Polymerase, hergestellt
von Takara Shuzo, gemäß der dem
Enzym beigefügten
Anweisung durchgeführt.
Nach dem vollständigen
Ablauf der Reaktion wurde das Amplifikationsprodukt in dem Reaktionsgemisch
abgestumpft und unter Verwendung des BKL-Kits von Takara Shuzo phosphoryliert.
Das erhaltene amplifizierte Fragment wurde unter Verwendung des
Ligation Kit ver.2 (Takara Shuzo) an pMW219 (Nippon Gene) ligiert,
das mit einem Restriktionsenzym SmaI (Takara Shuzo) behandelt und
dann dephosphoryliert wurde. E. coli JM109 wurde mit diesem Ligationsreaktionsgemisch
gemäß dem Verfahren
von Hanahan et al. transformiert. Die Selektion der Transformanten
wurde auf einem L-Agarmedium durchgeführt, das 25 μg/ml Kanamycin
(Km), 0,2 mM IPTG (Isopropyl-1-thio-β-D-galactopyranosid) und 40 μg/ml X-gal
(5-Brom-4-chlor-3-indolyl-β-D-galactopyranosid)
enthielt. Aus den Transformanten wurde ein Plasmid auf herkömmliche
Weise extrahiert, und die Nucleotidsequenz des eingeführten Fragments
wurde bestimmt, um zu bestätigen,
dass das crr-Gen in die Sma-I-Stelle von pMW219 eingeführt worden
war. Dieses Plasmid wurde pMWcrr genannt.
-
Die
Nucleotidsubstitution des crr-Gens auf pMWcrr wurde wie folgt durchgeführt. Es
wurde entschieden, die Nucleotidsubstitution von A gegen G in der
Position 226 einzuführen
(Substi tution von Thr gegen den Ala-Rest in Position 76, Zeng, G.
A. et al., Mutational analysis of the enzyme IIIGlc des
Phosphoenolpyruvatphosphotransferasesystems in Escherichia coli,
Res. Microbiol., 143, 251–261,
1992). Die Positionen in den DNA-Nucleotidsequenzen,
die hier verwendet werden, sind von dem A des Initiationscodons
ATG, welches als das erste Nucleotid genommen wurde, aus nummeriert,
und die Positionen der Aminosäurereste
sind von dem Met-Rest, welcher dem vorstehend genannten Initiationscodon
entspricht und als der erste Aminosäurerest angenommen wurde, aus
nummeriert.
-
Zuerst
wurde die Substitution des Nucleotids auf dem Plasmid unter Verwendung
von QuickChangeTM Site-Directed Mutagenesis
Kit (STRATAGENE) durchgeführt.
Die Sequenzen der für
die Einführung
der crr-Mutation eingesetzten Primer sind nachstehend gezeigt.
-
[Primer 7]
-
- 5'-GAAACCAACCACACATTCTCTATCGAATCTGATAGCGGCG-3' (SEQ ID NR: 7)
-
[Primer 8]
-
- 5'-CGCCGCTATCAGATTCGATAGAGAATGTGTGGTTGGTTTC-3' (SEQ ID NR: 8)
-
Die
Einführung
der Mutation wurde durch Bestimmen der Nucleotidsequenz der betreffenden
Stelle gemäß der dem
vorstehend genannten Kit beigefügten
Anweisung bestätigt.
Das hergestellte Plasmid wurde pMWcrr-A76T genannt. Das Plasmid
wurde mit den Restriktionsenzymen EcoRI und XbaI (beide von Takara Shuzo)
verdaut und zwischen dieselben Restriktionsenzymschnittstellen des
Plasmidvektors pMAN997 (vergleiche die Internationale Patentveröffentlichung
Nr. WO99/03988) mit einem temperaturempfindlichen Replikationsursprung
ligiert.
-
Das
hergestellte Plasmid wurde pMANcrr-A76T genannt. Die homologe Rekombination
wurde für
das crr-Gen auf dem Chromosom von E. coli W3100 (tyrA) unter Verwendung
dieses Plasmids durch dasselbe Verfahren wie bei der Herstellung
des malK-Mutantenstammes
durchgeführt,
und auf diese Weise wurde ein Stamm erhalten, in den eine Mutation
in dem crr-Gen eingeführt
worden war.
-
Die
Mutationsstelle in dem Stamm mit dem substituierten Zielgen wurde
auf dieselbe Weise wie bei dem malK-Mutantenstamm bestätigt. Die
PCR wurde unter Einsatz einer Ampicillinresistenten Kolonie als
Matrize und Ex Taq Polymerase (hergestellt von Takara Shuzo) durchgeführt. Primer
5 und Primer 6 wurden als die Primer verwendet, und die PCR wurde
gemäß der dem
Enzym beigefügten
Anweisung durchgeführt.
Nach dem voll-ständigen Ablauf
der Reaktion wurde das Reaktionsgemisch einer Gelfiltration unterworfen,
um die restlichen Primer in dem Reaktionsgemisch zu entfernen. Die
verwendete Säule
war MicroSpin TM S-400HR (hergestellt von Amersham Pharmacia Biotech),
und das Verfahren wurde gemäß der der
Säule beigefügten Anweisung
durchgeführt.
Das erhaltene PCR-Produkt war ein mutiertes crr-Gen des Stammes
mit dem substituierten crr-Gen. Die Nucleotidsequenz dieses Gens
wurde hauptsächlich
für die
Region, welche die Mutationsstelle enthielt, bestimmt. Der mutierte
Stamm, für
den bestätigt
wurde, dass die vorstehend beschriebene gewünschte Mutation eingeführt worden
war, wurde E. coli W3100 (tyrA)crr3 genannt.
-
Das
Wachstum von E. coli W3100 (tyrA)crr3 in einem Medium, das aus M9-Medium,
versetzt mit 0,05% Glucose und 0,45 Maltose, bestand, wurde durch
OD-Messung überwacht
(3). E. coli W3100 (tyrA) wurde als Kontrolle verwendet. 3 zeigt,
dass obwohl ein Zweiphasenwachstum, das heißt die so genannte Diauxie,
für E.
coli W3100 (tyrA) beobachtet wurde, ein solches Zweiphasenwachstum
für den
Stamm E. coli W3100 (tyrA)crr3, in den die crr-Mutation eingeführt worden
war, nicht beobachtet wurde. Das heißt, es wurde gefunden, dass
aufgrund der Einführung
der crr-Mutation der Induktorausschluss nicht verursacht wurde und Maltose
gleichzeitig mit der Glucoseassimilation assimiliert wurde. Dasselbe
wurde beobachtet, wenn die Nucleotidsubstitution von A gegen G in
Position 139 (Substitution von Ser gegen Gly in Position 47) eingeführt wurde.
-
Beispiel 3: Herstellung
eines Glucoseanalogon-resistenten Stammes, Identifikation der Mutationsstelle
des resistenten Stammes und Einführen
der Mutation in E. coli W3100 (tyrA)
-
Eine
Kolonie von E. coli W3100 (tyrA) wurde in 5 ml eines L-Mediums in einem
Teströhrchen
eingeimpft und über
Nacht unter Schütteln
kultiviert. Die kultivierten Zellen wurden zweimal mit 5 ml physiologischer Kochsalzlösung gewaschen
und in demselben Volumen einer physiologischen Kochsalzlösung suspendiert. Diese
Suspension wurde in einer Menge von 0,1 ml auf M9-Agarmedium, welches
Maltose als Kohlenstoffquelle enthielt, aufgetragen, und die Oberfläche wurde
getrocknet. Eine Impföse
mit 2-Deoxyglucose wurde auf die Platte gegeben, und die Zellen
wurden bei 37°C
während
zwei oder drei Tagen kultiviert. E. coli W3100 (tyrA) kann Maltose
als Kohlenstoffquelle nutzen, wenn jedoch ein Glucoseanalogon, wie
2-Deoxyglucose, vorhanden ist, leidet dieser Stamm an der Repression
und kann nicht mehr wachsen. In diesem Fall wird um den Punkt, auf
den das Glucoseanalogon als Zentrum gegeben worden ist, ein Wachstumsinhibitionskreis
gebildet. Wenn die Kultivierung während zwei oder drei Tagen
durchgeführt
wird, treten Kolonien, die wachsen können, in dem Inhibitionskreis
mit einer bestimmten Häufigkeit
auf. Glucoseanalogon-resistente Stämme wurden anhand dieses Phänomens erhalten.
-
Die
Mutation des malK-Gens von malK#1 und malK#2 wurde unter den Glucoseanalogon-resistenten Stämmen untersucht.
Die Mutationsstellen wurden wie folgt bestätigt. Eine Kolonie jedes Stammes
wurde gebildet, und die PCR wurde unter Verwendung der Kolonie als
Matrize und von Pyrobest DNA Polymerase durchge führt. PCR wurde unter Verwendung
von Primer 1 und Primer 2 als Primer gemäß der dem Enzym beigefügten Anweisung
durchgeführt.
Nach dem vollständigen
Ablauf der Reaktion wurde das Reaktionsgemisch einer Gelfiltration
unterworfen, um die restlichen Primer in dem Reaktionsgemisch zu
entfernen. Die verwendete Säule
war MicroSpinTM S-400HR (hergestellt von
Amersham Pharmacia Biotech), und das Verfahren wurde gemäß der der
Säule beigefügten Anweisung
durchgeführt.
Die erhaltenen PCR-Produkte
waren malK-Gene des Glucose-resistenten Stammes malK#1 und malK#2,
und die Nucleotidsequenzen dieser Gene wurden bestimmt. In beiden
Stämmen
wurde eine Substitution gegen T in Position 980 und entsprechend
eine Substitution von Gln gegen Leu in Position 327 gefunden. Dies
ist eine bislang unbekannte Mutation. Die Mutation wurde L327Q-Mutation
bezeichnet.
-
Die
L327Q-Mutation wurde in E. coli W3100 (tyrA) durch das vorstehend
beschriebene Verfahren eingeführt.
Der erhaltene Stamm mit eingeführter
Mutation wurde E. coli W3100 (tyrA)malK327 genannt. Auf ähnliche
Weise wurde das Wachstum von E. coli W3100 (tyrA)malK327 in einem
Medium, das aus M9-Medium, versetzt
mit 0,05 Glucose und 0,45% Maltose, bestand, durch OD-Messung überwacht
(4). E. coli W3100 (tyrA) wurde als Kontrolle verwendet. 4 zeigt,
dass obwohl ein Zweiphasenwachstum, das heißt die so genannte Diauxie,
für E.
coli W3100 (tyrA) beobachtet wurde, ein solches Zweiphasenwachstum
für den
Stamm E. coli W3100 (tyrA)malK327 mit eingeführter malK-Mutation nicht beobachtet
wurde. Es wurde also gefunden, dass aufgrund der Einführung der
neuen malK-Mutation der Induktorausschluss nicht bewirkt wurde und
Maltose gleichzeitig mit der Glucoseassimiliation assimiliert wurde.
-
Beispiel 4: Untersuchung
der L-Aminosäureproduktion
von malK-Mutantenstämmen
-
pVIC40
(WO90/04636), pCABD2 (WO95/16042) und pMGAL1 (offen gelegte Japanische
Patentanmeldung (Kokai) Nr. 5-344881) wurden in E. coli W3100 (tyrA)malK327
eingeführt,
und die Fähigkeit
jedes Stammes, L-Lysin, L-Threonin und L-Phenylalanin zu produzieren,
wurde untersucht.
-
Das
Plasmid pVIC40 enthält
das Threoninoperon und kann aus E. coli VKPM B-3996 (hinterlegt
bei dem Antibiotika-Forschungsinstitut
der UDSSR (VNIIA) unter der Nummer RIA1867), der das Plasmid trägt (WO90/04636),
hergestellt werden.
-
Das
Plasmid pCABD2 enthält
DNA (dapA*24), die für
Dihydrodipicolinatsynthase (DDPS), die von Escherichia coli abgeleitet
ist und eine Mutation zur Ausschaltung der Rückkopplungshemmung durch L-Lysin trägt, eine
DNA (lysC*80), die für
von Escherichia coli abgeleitete Aspartokinase III mit einer Mutation
zur Ausschaltung der Rückkopplungshemmung
durch L-Lysin codiert, eine DNA (dapB), die für Dihydrodipicolinatreduktase
aus Escherichia coli codiert, und eine DNA (ddh), die für eine Diaminopimelatdehydrogenase
aus Brevibacterium lactofermentum (WO95/16042) codiert.
-
Das
Plasmid pMGAL1 enthält
ein Gen, das für
3-Deoxy-D-arabinohepturonat-7-phosphatsynthase aus
einem Escherichia-Bakterium
mit ausgeschalteter Rückkopplungshemmung
codiert, und ein Gen, das für Chorismatmutaseprephenatdehydratase
aus Escherichia coli mit ausgeschalteter Rückkopplungshemmung codiert
(offen gelegte Japanische Patentanmeldung Nr. 5-344881).
-
E.
coli W3100 (tyrA)malK327 wurde mit jedem Plasmid gemäß den Verfahren
von Hanahan et al. transformiert. Jede erhaltene Transformante wurde
in 5 ml eines L-Mediums, das 50 μg/ml
Streptomycin enthielt, eingeimpft und über Nacht bei 37°C unter Schütteln kultiviert.
Dann wurde die Kulturbrühe
in einer Menge von 50 μl
auf L-Agarmedium, das 50 μg/ml
Streptomycin enthielt, aufgetragen und über Nacht bei 37°C kultiviert.
Ein Aminosäureproduktionsmedium,
das ein Gemisch von Glucose und Maltose (36 g/l Glucose, 5,8 g/l Maltose)
als Kohlenstoffquelle enthielt, wurde in einem Volumen von 20 ml
in einen 500 ml-Sakaguchikolben gegeben,
und 1/8 der auf dem vorstehend genannten Agarmedium gewachsenen
Zellen wurde abgeschabt und in das Medium eingeimpft. Nach dem vollständigen Ablauf
der Kultivierung wurde die Konzentration jeder Aminosäure und
der verbleibenden Glucose und Maltose bestimmt. Als Kontrollen wurden
Transformanten eingesetzt, die durch Einführen jedes der Plasmide in
E. coli W3100 (tyrA) erhalten wurden. Die Ergebnisse sind in Tabelle
1 gezeigt. Tabelle
1
–:
Nicht bestimmt, pRS: Vektor (die anfängliche Konzentration von Glucose
und Maltose war 36 g/l beziehungsweise 5,8 g/l, und die Kultivierungsdauer
war 14 Stunden)
Lys: Lysin; Thr: Threonin; Phe: Phenylalanin
-
Wenn
E. coli W3100 (tyrA) als Wirt eingesetzt wurde, wurde Maltose nicht
assimiliert, Glucose wurde jedoch verbraucht. Andererseits wurde,
wenn E. coli W3100 (tyrA)malK327 als Wirt eingesetzt wurde, Maltose innerhalb
einer ähnlichen
Kultivierungsdauer assimiliert, sodass gefunden wurde, dass der
Verbrauch von Maltose von der Glucoserepression nicht betroffen
war.
-
Außerdem zeigten
die Stämme
von E. coli W3100 (tyrA)malK327, welche jeweils pVIC40, pCABD2 und
pMGAL1 enthielten, im Vergleich zu den Stämmen von E. coli W3100(tyrA),
welche die jeweiligen Plasmide enthielten, verbesserte Fähigkeit
zur Produktion von L-Lysin, L-Threonin und L-Phenylalanin.
-
-